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Die Photosynthesemembran


Bei der bisherigen Besprechung der Photosynthese haben wir uns auf die Behandlung biochemischer Reaktionen beschränkt. Bei der Darstellung der Glykolyse und anderer Biosynthesewege wurde die Bedeutung der einzelnen Enzyme herausgestellt. So sind z.B. schon seit geraumer Zeit alle Enzyme, die für den Ablauf der Glykolyse benötigt werden, isoliert und gereinigt worden, und jeder der Teilschritte kann unter Laborbedingungen in vitro nachvollzogen werden. Natürlich bemühte man sich auch, den kompletten Satz an Komponenten zu gewinnen, die zur Photosynthese beitragen, um daraus das Gesamtsystem zu rekonstruieren. Diese Ansätze schlugen jedoch fehl, weil sie, wie wir heute wissen, von falschen Voraussetzungen ausgingen.

Eine Reihe von Problemen blieb bislang ausgespart. So wurden zwar die Begriffe "Photosystem I" und "Photosystem II" genannt, und es wurden auch die Pigmente aufgezählt, die jedes der beiden Photosysteme charakterisieren, offen blieb jedoch u.a.:

Wie sieht die Organisation der Photosysteme aus?
Wie sind die Pigmente angeordnet?
Wieso reagiert eines der Chlorophyllmoleküle anders als die übrigen?
Warum stimmen Aktions- und Absorptionsspektren nicht ganz überein?
Warum reagiert Chlorophyll a als P680 anders als P700?
Wie sind die Elektronentransportketten mit der ATP-Bildung gekoppelt?
Wie sind die Photosysteme I und II miteinander verknüpft?
Welche strukturellen Voraussetzungen müssen realisiert sein, damit sie miteinander kooperieren?

Es stand nie in Frage, daß jeder der biochemischen Reaktionsschritte durch je ein spezifisches Enzym katalysiert wird, doch dauerte es erstaunlich lange, bevor man erkannte, daß das Chlorophyll und die anderen Pigmente proteingebunden sein müssen und nur als Protein-Chlorophyll (bzw. Protein-Pigment)-Komplexe aktiv sein können. Die chromatographisch aufgetrennten - und somit isolierten - Pigmente sind für sich alleine genommen für die Photosynthese wertlos. Die Pigment-Protein-Komplexe, die (meisten) Proteine der Elektronentransportketten sowie der Katalysator der ATP-Synthese (ATP-Synthetase), sind integrale Bestandteile der Photosynthesemembran(en) (= Thylakoidmembranen bei Algen und höheren grünen Pflanzen, Cytoplasmamembranen bei photosynthetisierenden Bakterien und bei Blaualgen). Die Positionen in der Membran (z.B. innen oder außen), und die relative Anordnung der Proteine zueinander sind die wichtigsten Voraussetzungen für Energieumwandlungen.

Das gilt nicht nur für die Reaktionen der Photosynthese, sondern auch für die der Atmungskette und für die an (in) der Purpurmembran von Halobacterium halobium (einem Archaebacterium, an dessen Membran Lichtenergie - ohne einen Elektronenfluß - zur ATP-Bildung genutzt wird) lokalisierten Enzyme.

Die Ansprüche für eine Energieumwandlung sind noch höher: Benötigt werden völlig intakte, protonenundurchlässige Membranen, die ihrerseits Kompartimente umschließen, so daß ein elektrochemischer Gradient zwischen innen und außen aufrechterhalten werden kann. Einer ATP-Bildung liegt eine gerichtete Protonendislokation zugrunde, der eine pH-Änderung in einem der Kompartimente und eine Änderung des Membranpotentials parallel laufen.


Proteine der Photosynthesemembran

Das Studium der Proteine, die für die Photosyntese essentiell sind, setzte erst sehr spät ein. Die Ursache dafür liegt darin, daß es sich durchweg um membrangebundene Proteine handelt, deren Isolierung und Charakterisierung mit den klassischen Methoden der Proteinanalyse kaum oder gar nicht gelang.

Erst nach Entwicklung empfindlicher Verfahren, wie der Gelelektrophorese und dem kontrollierten Einsatz von Detergentien (z.B. Natriumdodecylsulfat: SDS), wurde es möglich, die Proteine aufzutrennen und zumindest als Banden in einem Gel zu identifizieren. Ein Beiprodukt dieses Analyseverfahrens ist die Bestimmung der Molekulargewichte der jeweiligengen Polypeptidketten.

Ein zweiter, hiervon unabhängiger Ansatz war und ist die Verwendung spezifischer Sonden (z.B. fluorszenzmarkierter Antikörper), mit deren Hilfe es möglich ist, zu entscheiden, ob ein bestimmtes Protein (oder ein Teil einer Polypeptidkette) an der Innen- oder der Außenseite einer Membran exponiert ist. Ein Einsatz von Antikörpern gegen bestimmte Proteine erlaubt es auch, das betreffende Protein aus einem Proteingemisch selektiv auszufällen, weil nur dieses den hochspezifischen Antigen-Antikörper-Komplex ausbilden kann.

Durch vernetzende Agentien ist es möglich, Nachbarschaftsbeziehungen aufzuklären. Und durch Einsatz spezifischer Inhibitoren kann ihr Wirkungsort lokalisiert werden. So wird z.B. DCMU [3-(3',4'-Dichlorphenyl)-1,1 -Dimethylharnstoff] (Urea = Harnstoff) seit Jahren dafür verwendet, das Photosystem II zu hemmen. Da es keinen Einfluß auf das Photosystem I hat, haben ARNON und Mitarbeiter es seinerzeit als wichtiges Hilfsmittel genutzt, um die Elektronentransportkette, die vom Photosystem I ausging, getrennt von der zu studieren, die vom Photosystem II induziert wurde.

Inzwischen weiß man, daß das DCMU nicht am Chlorophyll selbst, sondern an einem Protein - dem Plastochinon bindenden Protein - angreift.

Ein dritter Ansatz zur Charakterisierung der Photosynthesemembran ist die Analyse bestimmter Mutanten. Die einzellige Alge Chlamydomonas reinhardii bot sich als Versuchsobjekt an. Man kennt eine ganze Anzahl von Mutanten mit Photosynthesedefekten, die sich vier Klassen zuordnen lassen:

  1. Mutanten mit einem Defekt im Photosystem I
  2. Mutanten mit einem Defekt im Photosystem II
  3. Mutanten mit einem Defekt in der Photophosphorylierung
  4. Mutanten mit einem Defekt in der Lichtfalle (Antenne), dem Lichtsammlerkomplex

Auffallenderweise sind nahezu alle Mutanten nicht nur durch den Verlust oder die Veränderung einer bestimmten Polypeptidkette gekennzeichnet, sondern gleich durch den Ausfall eines ganzen Komplexes (z.B. des PS I). Die Mutationen führen demnach zu pleiotropen Effekten. Mit anderen Worten: Bei Veränderung (oder dem Fehlen) einer Polypeptidkette funktioniert die Zusammenlagerung (das Assembly) der übrigen Polypeptidketten zu funktionalen Einheiten nicht mehr. Diese Beobachtung macht deutlich, wie eng die Wechselwirkung zwischen den einzelnen Polypeptidketten und wie wichtig diese für ihre Kooperation untereinander ist.

Ein weiteres, aber nicht minder wichtiges Verfahren ist die Elektronenmikroskopie, meist genutzt in Kombination mit der Gefrierätztechnik.

Die Sequenzierung von Membranproteinen bleibt nach wie vor schwierig. Doch über den Umweg der Nukleotidsequenzierung der entsprechenden Gene konnten in den letzten Jahren die Aminosäuresequenzen der meisten der an der Photosynthese beteiligten Proteine ermittelt werden. Das bemerkenswerteste Ergebnis ist der Befund, daß diese Proteine (wie übrigens auch Proteine aus tierischen oder bakteriellen Membranen) einen hohen Anteil an alpha-Helix besitzen. Die Länge der Helices entspricht der Dicke der Membran. Die einzelnen Helices sind durch Sequenzabschnitte aus polaren und/oder nichthydrophoben Aminosäuren untereinander verbunden.


Chlorophyllbindende Proteine

Aus Photosynthesemembranen mehrerer Arten unterschiedlicher systematischer Gruppen (Angiospermen, Gymnospermen, Algen, Bakterien) sind verschiedene chlorophyllbindende Proteine isoliert und charakterisiert worden. Die bekanntesten, im Laboratorium von J. P. THORNBER an der University of California in Los Angeles bearbeiteten Proteine sind das P700-Chlorophyll-a-Protein 1 und das Lichtsammler-Chlorophyll-a/b-Protein 2. Beides sind stark hydrophobe integrale Membranproteine. Beide binden Chlorophyll a, doch nur letzteres darüber hinaus auch Chlorophyll b. Das P700-Chlorophyll-a-Protein 1 enthält das Reaktionszentrum (P700) für das Photosystem I, d.h., eines der Chlorophyllmoleküle ist in einer spezifischen Konfiguration gebunden und befindet sich in einer Umgebung (bedingt durch eine spezifische Aminosäurezusammensetzung und Faltung der Polypeptidkette), durch die es sich von allen übrigen auch an dieses Protein gebundenen Chlorophyllmolekülen unterscheidet. Diese strukturelle Besonderheit bildet die Voraussetzung für die lichtbetriebene Anregung und damit die Induktion eines Elektronenflusses.

Das Molekulargewicht der Polypeptidkette beträgt 110 000; insgesamt kann sie 14 Chlorophyllmoleküle binden. Das Lichtsammlerprotein (Lichtsammler-Chlorophyll-a/b-Protein 2) ist ebenfalls häufig und weit verbreitet. Es ist vorwiegend mit dem Photosystem II assoziiert, doch wurden auch Wirkungen auf das Photosystem I beobachtet. Chlorophyll a und b werden in äquimolaren Mengen neben Lutein und beta-Carotin gebunden. Das Chlorophyll-Carotinoid-Verhältnis beträgt auf molarer Basis 3 - 7: 1.

© Copyright 1996, Antony Crofts, University of Illinois at Urbana-Champaign, a-crofts@uiuc.edu


Lichtsammler Komplexe I and II (LH I, LH II) sowie Reaktionszentrum (RC)

©: Theoretical Biology Group - University of Illinois at Urbana-Champaign

Zu den Aufgaben des Proteins gehört die Lichtfallenfunktion (Antennenfunktion), also die Weiterleitung von Photonen ans Reaktionszentrum (hier P680). Jenes scheint mit einem Polypeptid des Molekulargewichts 41 000 verknüpft zu sein: Chlorophyll-a-Protein 3. Chloroplasten in den Zellen der Gefäßbündelscheide des Mais (und anderer C4-Pflanzen) enthalten nur wenig oder überhaupt kein Lichtsammlerprotein.


Der Kopplungsfaktor, eine ATP-Synthetase

Zur Synthese von ATP benötigt man eine ATP-Synthetase als Katalysator. Da ATP-Bildung nicht nur ein Ergebnis der Photosynthese ist, sondern auch bei der Atmungskette anfällt, lag der Gedanke nahe, daß die ATP-Bildung in beiden Fällen auf gleichartigen Mechanismen beruht.

E. RACKER von der Cornell University isolierte - nach einschlägigen Erfahrungen mit der mitochondrialen ATP-Synthetase - aus Thylakoidmembranen ein Enzym, das dem aus Mitochondrien weitgehend ähnelte. Elektronenmikroskopisch war es als ein gestielter Knopf zu charakterisieren. Der Knopf erhielt die Bezeichnung CF1 und der Stiel CF0 (F1, resp. F0 bei dem Enzym aus Mitochondrien). CF0 (bzw. F0) dient der Verankerung in der Membran. Während der F1 - F0- Komplex bei den Mitochondrien in der inneren Membran lokalisiert ist und die Köpfe in die mitochondriale Matrix hineinragen, sitzen die entsprechenden Molekülteile von CF1- CF0 an der Außenseite der Thylakoidmembranen. In beiden Fällen besteht die ATP-Synthetase aus mehreren unterschiedlichen Polypeptidketten; wir haben es also wieder mit einem Enzymkomplex zu tun. Die Phosphorylierung (von ADP) gelingt nur, wenn die ATP-Synthetase Bestandteil intakter, protonendurchlässiger Membranen ist. Wichtig ist dabei auch, daß die Membran zwei Kompartimente (Vesikelinneres und Umgebung) voneinander trennt.

©Copyright 1996, Antony Crofts, University of Illinois at Urbana-Champaign, a-crofts@uiuc.edu


P. MITCHELL's chemiosmotische Hypothese, Modell der Photosynthesemembran

Der ATP-Synthetase wurde schon seit langem die Funktion eines Kopplungsfaktors zugeschrieben, d.h., die Fähigkeit, die Energie, die bei einem Elektronenfluß frei wird, für die Bildung von ATP zu nutzen.

Wie geschieht das? Man hätte annehmen können, daß die Elektronentransportkette der Ausbildung energiereicher Zwischenprodukte dient und diese wiederum als Energiespeicher für die ATP-Produktion herhalten. Zwei Argumente sprechen dagegen:

  1. Es sind bisher noch keine solchen Substanzen gefunden worden.
  2. Die Photophosphorylierung (bzw. die oxydative Phosphorylierung bei der Atmungskette) ist nur an intakten Thylakoidmembranen (bzw. inneren mitochondrialen Membranen) möglich.

Man hat auch daran gedacht, daß die ATP-Synthetase Konformationsänderungen durchmacht und somit selbst in einen aktivierten (angeregten) Zustand übergeht. In einem solchen Fall müßte die Energie vorübergehend in Form schwacher Wechselwirkungen (Bindungen) gespeichert werden, doch auch hierfür fanden sich keine experimentellen Beweise.

1961 postulierte P. MITCHELL (Glynn Research Laboratories in England), daß die beim Elektronentransport anfallende Energie in einem Protonengradienten (durch die Membran hindurch) gespeichert wird. Die Energie wäre damit nicht in Form chemischer Bindungen, sondern in Form elektrochemischer Gradienten konserviert. Es gibt eine Anzahl guter Argumente für die Richtigkeit dieser Hypothese. Einen sehr schönen Beweis erbrachte A. T. JAGENDORF (1966, Cornell University, Ithaca N.Y.): Er nahm isolierte Thylakoide und inkubierte sie so lange in einem pH-Puffer, bis sich auf beiden Seiten der Membran der gleiche pH-Wert (4) eingestellt hatte. Nachdem das Gleichgewicht hergestellt war, überführte er die Thylakoide schlagartig in ein Medium mit dem pH-Wert 8, das außerdem ADP und Pi enthielt. Unmittelbar nach der Überführung kam es unter ATP-Bildung zu einem pH-Ausgleich zwischen außen und innen. Damit war gezeigt, daß ein Protonenfluß (eine Protonendislokation) durch die Membran hindurch zur ATP-Bildung genutzt wird. Dieser Mechanismus funktioniert nur dann, wenn

  1. die Membranen unversehrt sind und
  2. alle biochemischen Prozesse vektoriell ablaufen. Alle Enzyme müssen gleichgerichtet arbeiten, so daß Protonen nur in einer Richtung befördert werden.

Wie kann ein solcher Protonentransport eine ATP-Bildung induzieren?

Den Begriff Protonentransport darf man nicht zu wörtlich nehmen, obwohl man der ATP-Synthetase auch die Funktion eines Protonenkanals zusprechen kann. Um die Vorgänge besser zu verstehen, ist es nützlich, sich die Formalitäten der ATP-Bildung näher anzusehen. ADP und Phosphat (Pi) werden als Ausgangsprodukte benötigt. Man weiß, daß beide an getrennten, aber benachbarten Bindungsstellen am Enzymkomplex angelagert werden. Um zu ATP (ADP~P) zu gelangen, müssen ein H+ vom ADP und ein OH- vom Phosphat entfernt werden (formal: Abspaltung von Wasser). Jedoch beide Ionen entfernen sich in entgegengesetzte Richtungen und verbinden sich, sobald sie den Komplex verlassen haben, mit den jeweiligen Gegenionen zu Wasser. Als Bilanz (Nettoprotonentransport) erhalten wir aber eine gerichtete Protonenwanderung.


The chemiosmotic machinery of bacterial photosynthesis

Bacteria, chloroplasts or mitochondria contain a closed membrane - they resemble a bag without holes. In chloroplasts and the photosynthetic bacteria this membrane contains photosynthetic reaction centers. Upon light absorption these reaction centers pump protons across the membrane, which becomes charged, and functions as a capacitor that stores electrical energy.

© 1999-2002 Anthonie W.J. Muller - The Thermosynthesis Home Page


Dabei wandert aber nicht etwa ein Proton via ATP-Synthetase-Komplex durch die Membran hindurch, sondern es wird auf der einen Seite ein neu gebildetes (abgespaltenes) Proton abgegeben, während auf der Gegenseite ein anderes Proton (durch OH-) eingefangen und neutralisiert wird.

Unabhängig von diesen Betrachtungen konnten GRÄBER und WITT (Max-Vollmer-Institut, Technische Universität Berlin) 1976 zeigen, daß es eine direkte Kopplung zwischen einem Protonengradienten und den Elektronentransportketten der Photosysteme I und II gibt. Nunmehr zeigte sich, daß das das bereits bekannte "Z"-Schema kein hypothetisches Gebilde ist, sondern daß die beteiligten Komponenten in dieser Anordnung in der Photosynthesemembran organisiert sind, d.h., wir haben eine strukturelle Basis für die in den vorangegangenen Abschnitten beschriebenen biochemischen Vorgänge.

Unter Zusammenfassung aller vorliegenden Ergebnisse konnten D. von WETTSTEIN und R. P. OLIVER (Carlsberg Laboratorium, Kopenhagen, 1985) ein Modell erstellen, aus dem die Topologie der einzelnen Proteinkomplexe hervorgeht.


Insgesamt enthält die Photosynthesemembran vier Komplexe. Jeder von ihnen enthält Untereinheiten, die im Kern, andere, die in den Plastiden codiert werden. Mehrere der Proteine binden Chlorophyll a, eines Chlorophyll a und b. Der PS-II-Komplex ist vorwiegend in den gestapelten Thylakoidmembranen lokalisiert, PS I und der ATP-Synthetase-Komplex (CF1 - CF0) in den nichtgestapelten.

Eine weitere Anmerkung: Die Reaktionen des CALVIN-Zyklus werden durch lösliche, im Stroma lokalisierte Enzyme katalysiert.


Molekularer Aufbau des Reaktionszentrums

1985 wurde die Struktur der am Photosynthesereaktionszentrum beteiligten Proteinuntereinheiten aufgeklärt. J. DEISENHOFER, H. MICHEL und R. HUBER (Max-Planck-Institut für Biochemie, Marinsried bei München) gelang es, den Proteinkomplex aus der Photosynthesemembran des Bakteriums Rhodopseudomonas viridis zu kristallisieren, röntgenstrukturanalytisch die Faltung der Polypeptidketten zu ermitteln und die Lage der Chlorophyllmoleküle zu bestimmen. 1988 wurde ihnen für diese Leistung der Nobelpreis verliehen. Zeitgleich mit der Aufklärung der Tertiär- und Quartärstrukturen wurden auch die Aminosäuresequenzen der beteiligten Polypeptide bestimmt. Der zentrale Teil des Komplexes enthält zwei Untereinheiten, L und M, von denen jede 5 Helices bildet, die die Photosynthesemembran durchspannen. Dem sind zwei weitere Polypeptide, H und ein Cytochrom c - ähnliches Protein assoziiert. Dem Komplex gehören ferner 4 kovalent gebundene Hämgruppen, 4 Bakteriochlorophyll b, 2 Bakteriophäophytin b, 2 Chinone ein nicht hämgebundenes Eisenion sowie Carotinoide als prosthetische Gruppen an. Die hier bei Bakterien analysierten Strukturen sind dem Reaktionszentrum des Photosystem II der grünen Pflanzen homolog.


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