Taxa considerados en peligro inmediato de extinción se encuentra en el ANNEX I. El comercio con estas plantes o cualquier parte de la misma es estrictamente prohibido, por ejemplo "jacarandá da Bahia" (Dalbergia nigra, Papilionaceae).
Taxa explotados severamente pero no considerados en peligro de extinción inmediata se encuentra en ANNEX II. Son sujeto a una fiscalización estricta de exportación y importación (monitoring), por ejemplo "kokrodua" (Pericopsis elata, Papilionaceae) y "lignum vitae" (Guaiacum officinale y G. sanctum, Zygophyllaceae).
ANNEX III contiene los taxa que fueron puestos bajo protección limitada (al mismo nivel como en ANNEX II) por países individuales, por ejemplo, "caoba" (Swietenia macrophylla, Meliaceae) en Costa Rica.
Límites de anillo de crecimiento indistintos o ausentes = anillos de crecimiento vagos y marcados por cambios estructurales más o menos graduales en sus límites poco definidos o no visibles.
Los límites de anillos de crecimiento pueden estar marcados por uno o más de los siguientes cambios estructurales:
a. Fibras o traqueidas de madera tardía de un mayor grosor de la pared celular, en comparación de fibras y traqueidas de madera temprana de pared celular delgada. Ejemplo: Weinmannia trichosperma (Cunoniaceae), Laurus nobilis (Lauraceae).
b. Un cambio abrupto en los diámetros de vasos de la madera tardía y temprana de las siguientes maderas tanto con porosidad anular como semianular. Ejemplo: Ulmus procera (Ulmaceae), Juglans regia (Juglandaceae).
c. Parénquima marginal (terminal o inicial). Ejemplo: Xylopia nitida (Anonaceae), Brachystegia laurentii (Caesalpiniaceae ), Juglans regia (Juglandaceae), Liriodendron tulipifera (Magnoliaceae). Parénquima zoneado irregularmente, o sea bandas de parénquima no acompañadas por cambios abruptos en el diámetro o grosor de la pared de la fibra no son considerados marginales y no representan límites de anillos de crecimiento distintos. Por ejemplo: Eschweilera subglandulosa (Lecythidaceae), Irvingia excelsa (Simaroubaceae).
d. Traqueidas vasculares y elementos de vaso muy estrechos muy numerosos o formando el tejido principal de la madera tardía, y ausente de la madera temprana. Ejemplo: Sambucus nigra (Caprifoliaceae).
e. La frecuencia decreciente de las bandas de parénquima hacia la madera tardía resultando en zonas de fibras distintas. Ejemplo: Lecythis pisonis (Lecythidaceae), Donella pruniformis (Sapotaceae).
f. Los radios ensanchados, ejemplo. Fagus spp. (Fagaceae).
Ver Carlquist (1980, 1988) para otros tipos de límites de anillos de crecimiento y para combinaciones comunes de los diversos tipos mencionados anteriormente que pudieran ocurrir.
COMENTARIO
Aunque la ausencia de límites de anillo de crecimiento es un descriptor suficientemente claro, las diferencias entre límites "indistintos y distintos" son pr cticamente arbitrarias, y existen términos intermedios. Los anillos de crecimiento pueden aparecer distintos cuando son observados macroscópicamente, todavía tienen límites indistintos a la luz del nivel microscópico. La claridad de los límites de los anillos deberá ser juzgada con un microscopio. Los limites indistintos de anillos de crecimiento son muy comunes en rboles tropicales. Ejemplo: Spondias mombin (Anacardiaceae), Parkia nitida (Mimosaceae), Coelocaryon preussii (Myristicaceae), Xanthophyllum philippinense (Polygalaceae).
La presencia no periódica o espor dica de los límites de anillos (debido a climas no usuales o a eventos traum ticos o extremosos) deberán ser registrados como ausencia de anillos o de límites indistintos.
La variedad de colores, tonalidades, y las combinaciones de color del durámen hacen imposible categorizarlos. En general, el color del durámen suele ser café, rojizo, amarillo, blanco o algunas tonalidades o combinaciones de estos colores. B sicamente el durámen color café es muy común; por su parte rojizo y amarillo son más bien escasos y los correspondientes a blanco o grisáceo suelen ser más frecuentes.
El color del durámen de muchos taxa no está restringido para un color, sino para una combinación de colores y, cuando es apropiado, diversas combinaciones deberán ser registradas y pueden ser utilizadas cuando se esta identificando unos especímenes desconocidos.
Los ejemplos de estas combinaciones incluyen: café-rojizo en Astronium spp. (Anacardiaceae), Hymenaea spp. (Caesalpiniaceae), Quercus rubra, Fagus spp. (Fagaceae), Khaya spp., Swietenia spp. (Meliaceae ); amarillo y café en Distemonanthus spp. (Caesalpiniaceae), Chlorophora tinctoria (Moraceae), Adinacordifolia (Rubiaceae), Fagara spp. (Rutaceae), Mastichodendron spp. (Sapotaceae).
Maderas claras deberán ser registradas como combinaciones de blanco a grisáceo y café y/o amarillo. Ejemplo: Acer spp. (Aceraceae), Alstonia spp. (Apocynaceae), Anisoptera spp. (Dipterocarpaceae), Gmelina spp. (Verbenaceae).
Los colores raros tales como negro, verde, morado o naranja pueden ser utilizados en forma individual (Ejemplo: Diospyros ebenum - Ebenaceae, la cual tiene un durámen destacadamente negro). Sin embargo, más comúnmente ser n usados en combinación con otros colores de durámen. Por ejemplo: la combinación de café y verde ocurre en Bucida buceras (Combretaceae), Ocotea rodiei (= Chlorocardium rodici, Lauraceae), Liriodendron tulipifera, Michelia spp., Talauma spp. (Magnoliaceae). La combinación de rojizo, café, amarillo y naranja con vetas ocurren en Centrolobium spp. (Papilionaceae) y Aspidosperma spp. (Apocynaceae). La combinación de café, rojizo, morado, negro y naranja con vetas ocurren en Dalbergia spp. (Papilionaceae).
PRECAUCIONES
No utilice colores característicos de durámen para muestras antiguas, material arqueológico, u otras muestras cuyo color ha sido alterado por entierro, tiempo, tratamiento, o pudrición.
Sea particularmente cuidadoso cuando se utilice el carácter'durámen básicamente blanco a grisáceo', debido a que una muestra de color blanquecino puede representar albura y no durámen.
En muestras de madera seca las substancias químicas responsables del olor, pueden haberse volatilizado de la superficie, de modo que ser necesario utilizar una superficie fresca, o tomar otras medidas para realzar el olor. Por ejemplo:: añadir humedad "soplando" en la madera, o mojando la madera con agua y calent ndola.
PRECAUCION
El olor es bastante variable, y las percepciones individuales del olor difieren frecuentemente. Por lo tanto, use este carácter con precaución y solamente en el sentido positivo.
COMENTARIO El sentido del sabor es excluido a propósito de la lista de caracteres debido a cuestiones de seguridad, particularmente por la preocupación de que alguien puede intentar probar una madera cuyos contenidos puedan provocar una reacción alérgica severa.
COMENTARIO
Densidad es el peso de una sustancia (masa) por unidad de volumen. El peso específico, es la relación de la densidad de un material respecto a la densidad del agua, y por consiguiente, el peso específico no tiene unidades. Para propósitos de cómputo del peso específico b sico de la madera y la densidad de la madera utilizan como numerador el peso seco a la estufa. Debido a que el volumen de la madera cambia con los cambios de contenido de humedad por abajo del punto de saturación de la fibra, es necesario especificar el contenido de humedad al cual es determinada el peso específico. El peso específico básico, el cual esta basado en el volumen verde (madera totalmente hinchada, contenido de humedad en el punto de saturación de la fibra o por arriba) es uno de los valores frecuentemente citados (Panshin & DeZeeuw 1980).
Otros valores frecuentemente dados para la madera incluyen la densidad básica, la cual es igual al peso seco a la estufa de la madera dividido entre el volumen verde, expresándose en unidades de g/cm³, kg/m³ o lbs/ft³. Para transformar el peso específico básico a densidad básica multiplicar el mismo por la densidad del agua, tal y como se muestra a continuación:
Densidad básica en g/cmn = Peso específico básico x 1 g/cm³
Densidad básica en kg/m³ = Peso específico básico x 1000 kg/m³
Densidad básica en lbs/ft³ = Peso específico básico x 62.4 lbs/ft³ Por lo tanto:
Peso específico básico de 0.40 = Densidad básica de 0.40 g/cm³, 400 kg/m³, o 25 lbs/ft³.
Peso específico básico de 0.75 = Densidad básica de 0.75 g/cm³, 750 kg/m³, o 46.8 lbs/ft³.
COMENTARIO
Maderas dicotiledóneas sin vasos no son comunes y son distinguidas de las maderas de coníferas por sus radios altos multiseriados. Para maderas sin vasos se debe codificar por el tipo de elementos traqueales no perforados (fibras o traqueidas vasculares/vasicéntricas).Es imposible codificar por los caracteres de vasos (ver el archivo de especificaciones).
Madera de porosidad semianular = 1) Madera en la cual los vasos de la madera temprana son más largos que los correspondientes a la madera tardía del anillo de crecimiento previo, pero en el cual el diámetro de los vasos tiende a disminuir gradualmente en el intermedio de la madera tardía del mismo anillo de crecimiento.
o 2) Madera con un anillo distinto de vasos de la madera temprana espaciados muy estrechamente y que no son significativamente mayores a los vasos de la madera tardía del anillo precedente o del mismo anillo de crecimiento. Una definición alternativa: la condición intermedia entre madera de porosidad anular y difusa. Por ejemplo: Cordia trichotoma (Boraginaceae), Juglans nigra (Juglandaceae), Lagerstroemia floribunda (Lythraceae), Cedrela odorata (Meliaceae), Pterocarpus indicus (Papilionaceae), Prunus amygdalus (Rosaceae), Paulownia tomentosa (Scrophulariaceae).
Madera de porosidad difusa = Madera en la cual los vasos tienen más o menos el mismo diámetro a través del anillo de crecimiento. Por ejemplo: Acer spp. (Aceraceae), Rhododendron wadanum (Ericaceae), Cercidiphyllum japonicum (Cercidiphyllaceae), Swietenia spp. (Meliaceae), Enterolobium spp. (Mimosaceae ). La gran mayoría de especies tropicales y muchas de clima templado muestran una porosidad difusa.
COMENTARIO
Los tres caracteres distintivos para porosidad forman una transición continua y muchas especies se clasifican en el rango de porosidad difusa a semianular, o de porosidad anular a semianular. La porosidad es codificada independientemente de la disposición de los vasos. Esto implica que maderas con distinta disposición de vasos, así como aquellas con vasos uniformemente distribuidos, pueden ser de porosidad difusa.
En algunas maderas de porosidad difusa de clima templado (por ejemplo: Fagus spp. - Fagaceae, Platanus spp. - Platanaceae) los últimos vasos formados en la madera tardía pueden ser considerablemente más pequeños que los correspondientes a la madera temprana del siguiente anillo, pero el diámetro de los vasos es más o menos uniforme a través de la mayor parte del anillo.
En una descripción, los caracteres del anillo de la madera temprana de maderas de porosidad anular, deberán ser anotadas. Por ejemplo: describir cual es el ancho del anillo en función del número de vasos. La clave de Sudo (1959) utilizó los caracteres distintivas de ‘anillo (de los vasos de madera temprana) uniseriado' y ‘anillo multiseriado'. Tales caracteres pueden ser de gran utilidad en la distinción de especies. Por ejemplo: Ulmus americana tiene típicamente un anillo de vasos de madera temprana que es de un vaso de grosor, Ulmus rubra tiene un anillo de vasos de madera temprana de más de dos vasos de grosor.
PRECAUCION
Maderas de porosidad anular de crecimiento lento tienen anillos anuales angostos con muy poca madera tardía. Tener cuidado de no confundir las zonas de madera temprana espaciadas estrechamente de las maderas de porosidad anular de lento crecimiento con una disposición tangencial, o interpretar tales maderas como de porosidad difusa.
Vasos en disposición diagonal y/o radial = vasos dispuestos radialmente o en un punto intermedio entre radial y tangencial. Por ejemplo: Lithocarpus edulis (Fagaceae), Calophyllum brasiliense, C. papuanum, Mesua ferrea (Guttiferae), Eucalyptus diversicolor, E. obliqua (Myrtaceae), Amyris sylvatica (Rutaceae), Chloroluma gonocarpa (Sapotaceae). El sinónimo para diagonal: ‘oblicuo'.
Vasos en disposición dendrítica = vasos dispuestos en núcleos ramificados, formando distintos tractos, separados por reas libres de vasos. Por ejemplo: Rhus aromatica (Anacardiaceae), Castanea dentata (Fagaceae), Chionanthus retusus (Oleaceae), Rhamnus cathartica (Rhamnaceae), Bumelia lanuginosa (Sapotaceae). Sinónimo: ‘flamelike' (en forma de llama).
‘Disposición no específica' ha sido añadido como un término de conveniencia para uso en DELTA, y debido a que la mayoría de maderas latifoliadas no se caracterizan por disposición de vasos específica. Esta opción usualmente constituye el valor implícito.
PROCEDIMIENTO
Disposición de los vasos (tangencial, diagonal/radial, dendrítica) es determinada de muestras representativas con aumento bajo, y es registrada solamente donde existe una disposición claramente destacada. En maderas de porosidad anular, solamente es examinada la madera tardía y puntos intermedios entra madera tardía y temprana. El anillo de vasos de la madera temprana en maderas de porosidad anular no es considerado cuando se esta determinando la disposición de vasos.
COMENTARIO
Estos caracteres ocurren frecuentemente en combinación. La disposición de vasos en algunas maderas muestran una transición entre diagonal y tangencial o, del mismo modo, entre diagonal y dendrítica. Todas los caracteres aplicables deben ser registrados.
La disposición de grupos de poros observada en muchas especies de olmos (Ulmaceae) ha sido llamada ‘ulmiforme'; Este describe maderas donde los grupos de vasos en la madera tardía son predominantemente en bandas tangenciales onduladas, y algunas veces tienden a una disposición diagonal. La disposición de los vasos en forma de arcos tangenciales, típicos de las Proteaceas, ha sido llamado ‘festooned' (figurando arcos de vasos cortos y orientados tangencialmente, extendiendose entre los radios).
Debido a que, en especies de clima templado de porosidad anular, estas disposiciones pueden ser restringidas a la madera tardía, su expresión depende del ancho del anillo de crecimiento, y cuando los anillos son angostos estas disposiciones no son obvias.
PRECAUCION
Es necesario tener cuidado para reconocer las siguientes situaciones que no son múltiplos: (i) Vasos solitarios compuestos de elementos de vaso con paredes solapadas oblicuamente, dando la apariencia de pares de vasos en la sección transversal como. Por ejemplo: Cercidiphyllum (Cercidiphyllaceae) e Illicium (Illiciaceae); y (ii) Vasos solitarios estrechamente asociados, como en algunas especies de Eucalyptus (Myrtaceae) y Calophyllum (Guttiferae) (Brazier & Franklin 1961).
Generalmente en nidos = nidos o grupos de 3 o más vasos teniendo tanto contactos radial como tangencial, y de ocurrencia común. Por ejemplo: Polyscias elegans (Araliaceae), Pittosporum ferrugineum (Pittosporaceae); madera tardía de Gleditsia triacanthos, Gymnocladus dioica (Caesalpiniaceae), Morus alba (Moraceae), Ailanthus altissima (Simaroubaceae).
Generalmente en múltiples radiales cortos de 2–3 vasos en combinación con un número variable de vasos solitarios es la forma más común de agrupamiento de vasos (constituye el valor implícito).
COMENTARIO
El subcarácter ‘en múltiples radiales de 4 o más' deberá ser usado solamente cuando múltiples radiales de 4 o más constituyen la agrupación más obvia en la sección transversal. El subcarácter ‘en nidos' se aplica solamente cuando los nidos (grupos) son frecuentes y suficientes de tal forma que son observados fácilmente durante un rastreo rápido de una sección transversal. Nidos y múltiples radiales de 4 o más no son mutuamente exclusivos y pueden ocurrir en combinación. Las maderas con vasos en bandas tangenciales frecuentemente muestran también nidos.
Cuando se esta describiendo una madera, un índice de agrupación de vasos puede ser calculado de la manera recomendada por Carlquist (1988): Cuente el número total de vasos individuales en un mínimo de 25 unidades de vasos (es decir, contar todos los vasos tanto solitarios como de los múltiples), divida el número total de vasos entre 25 (el número de unidades consideradas). Un índice de 1.00 indica vasos exclusivamente solitarios, y entre más alto sea el índice, mayor será el grado de agrupación de vasos.
Procedimiento
En maderas de porosidad anular, examinar la madera tardía debido a que en estas maderas los vasos de madera temprana son casi siempre de circulares a ovalados. Utilice solamente el borde de vasos solitarios debido a que las paredes comunes de vasos múltiples pueden ser aplanadas originando parte de los vasos un borde angular.
PRECAUCION
Para muestras de fósiles y arqueológicas, utilice esta el carácter solamente cuando no exista obviamente una distorsión de contracción o eventos post-deposición. La distorsión y una forma sinuosa de los radios indica que la madera ha sido comprimida durante su entierro y que el borde de los vasos probablemente ha sido alterado.
COMENTARIO
Lianas y plantas xerofíticas frecuentemente tienen dos clases de diámetros de vasos (Carlquist 1985, Baas & Schweingruber 1987).
El diámetro de vasos es medido en secciones transversales. Los vasos son seleccionados sin prejuicio de seleccionar los más grandes o más pequeños. El diámetro tangencial de los lúmenes de vaso, excluyendo la pared, es medido en la parte más ancha del orificio. Por lo menos 25 vasos deberán ser medidos.
En maderas de porosidad anular y en maderas con dos clases de diámetro de vasos distintos medir y registrar solamente la clase de mayor tamaño. La información acerca de diámetros tangenciales de los vasos más pequeños también es de gran utilidad y deberá ser incluida en una descripción.
En maderas de porosidad semianular, medir en dirección radial a través del anillo de crecimiento. Para maderas de porosidad semianular es recomendado que sean medidos más de 25 vasos debido a que se espera una desviación estándar mayor para estas maderas.
Es recomendado introducir un rango de valores. Por ejemplo:: de 70 – 100 µm.
COMENTARIO
En árboles, son más comunes los diámetros tangenciales en promedio de 100–200 µm que los diámetros tangenciales mayores a 200 µm o que los menores a 50 µm. En arbustos, son más comunes los diámetros tangenciales en promedio menores de 50 µm.
Todos los vasos son contados individualmente. Por ejemplo: un vaso múltiple radial de 4 deberá ser contado como de cuatro vasos (Wheeler 1986). Se recomienda contar todos los vasos en al menos cinco campos (preferentemente diez) de tamaño apropiado (dependiendo del diámetro de vaso y distribución), y convertirlos a número por mm², es decir, para maderas con diámetros de vasos pequeños, utilizar campos de 1 mm x 1 mm o menores; para maderas con vasos grandes y espaciados ampliamente, utilizar campos enteros de vista de baja amplificación (por ejemplo: objetivo de 4x). De los vasos que están parcialmente en el campo visual, solamente incluir el 50% en el contaje. Si la frecuencia de vasos es muy baja, examinar suficientes campos para compensar las variaciones locales, contando preferentemente por lo menos 100 vasos.
Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: 18 – 28 vasos por milímetro cuadrado.
COMENTARIO
La frecuencia de vasos no es computada para maderas de porosidad anular, o para maderas con sus vasos combinados, en tractos definidos, con traqueidas vasculares/vasicéntricas como. Por ejemplo: la disposición dendrítica en Rhamnus cathartica (Rhamnaceae), o la disposición en bandas tangenciales en Ulmus (Ulmaceae).
Medir la longitud total de cada elemento de vaso de un extremo al otro, preferentemente en material macerado. Al menos 25 elementos de vaso deben ser medidos para obtener el promedio y rango.
Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: de 350 – 680 µm.
Placa de perforación escalariforme = Una placa de perforación con aperturas alargadas y paralelas separadas por una o muchas barras no ramificadas. Por ejemplo: Corylus avellana (Corylaceae), Goupia spp. (Goupiaceae), Liriodendron tulipifera (Magnoliaceae), Coula edulis (Olacaceae), Rhizophora estropea (Rhizophoraceae), generalmente con 10 o menos barras;
Por ejemplo: Betula verrucosa (Betulaceae), Altingia excelsa, Liquidambar styraciflua (Hamamelidaceae), Sacoglotis gabonensis (Humiriaceae), Schima wallichii (Theaceae) con generalmente 10 – 20 barras;
Por ejemplo: Cercidiphyllum japonicum (Cercidiphyllaceae), Dicoryphe stipulacea (Hamamelidaceae), Nyssa ogeche (Nyssaceae), Staphylea pinnata (Staphyleaceae) con generalmente 20 – 40 barras;
Por ejemplo: Aextoxicon punctatum (Aextoxicaceae), Hedyosmum spp. (Chloranthaceae), Dillenia triquetra (Dilleniaceae) con generalmente más de 40 barras.
Placa de perforación reticulada = Una placa con aperturas espaciadas estrechamente y separadas por porciones de pared, que son mucho más estrechas que los espacios entre ellas, o con una ramificación abundante e irregular de porciones de pared resultando en una apariencia similar a una red. Por ejemplo: Didymopanax morototoni (Araliaceae), Iryanthera juruensis (Myristicaceae).
Placa de perforación cribada = Una placa con aperturas elípticas o circulares similar a una criba; las porciones de pared restantes pueden ser más gruesas que en el tipo reticulada. Por ejemplo: Oroxylum indicum (Bignoniaceae).
Otros tipos = Por ejemplo: placas de perforación complejas o radiadas, ver COMENTARIO.
Procedimiento
Determinar el tipo o tipos de placa de perforación en secciones radiales o maceraciones, examinando preferentemente por lo menos 25 elementos de vaso.
COMENTARIO
Las perforaciones simples son los tipos más comunes de placa de perforación, y se observan en más del 80% de las maderas del mundo (Wheeler & al. 1986). La mayoría de las maderas tienen perforaciones exclusivamente simples, algunas tienen perforaciones simples junto con escalariformes y/o otros tipos de placas de perforación múltiple; e incluso otras tienen placas de perforación exclusivamente escalariformes. Cuando está presente más que un tipo de placa de perforación, todos los tipos deberán ser registrados y pueden ser utilizados para identificar un espécimen desconocido (por ejemplo: Didymopanax morototoni - Araliaceae, Oxydendron arboreum - Ericaceae, Fagus sylvatica - Fagaceae, y Platanus occidentalis - Platanaceae, tienen tanto placas simples como escalariformes. En aquellas maderas tanto con placas de perforación simples como escalariformes, los vaso más estrechos y los elementos de vaso de la madera tardía muy probablemente tendr n placas de perforación escalariformes.
Las placas escalariformes, reticuladas, y cribadas forman una transición continua, y las dos últimas son frecuentemente confundidas en la literatura. Las placas reticuladas y cribadas son restringidas a grupos taxonómicos relativamente pequeños y por eso están combinadas en esta lista de caracteres. Las perforaciones reticuladas se observan frecuentemente en combinación con placas escalariformes y constituyen una forma elaborada de ese tipo. Iryanthera (Myristicaceae), Dendropanax y Didymopanax (Araliaceae) tienen placas escalariformes, reticuladas, y varias formas intermedias y además perforaciones simples; Myrceugenia estrellensis (Myrtaceae) tiene placas simples y múltiples, y estas últimas pueden ser descritas diferentemente como escalariforme irregular, cribada, o hasta reticulada; Markhamia y Oroxylum (Bignoniaceae) tienen placas simples y cribadas.
Iryanthera (Myristicaceae) tiene también placas escalariformes con pocas barras ásperas mezcladas con grupos de barras secundarias finas, estando frecuentemente ramificadas. Ejemplos similares ocurren en Didymopanax morototoni (Araliaceae) y Ternstroemia serrata (Theaceae). En todos estos casos, se aplican tanto los subcaracteres 'escalariformes' como 'reticuladas etc.'. Tal y como fue señalado por Carlquist (1988 ), el término 'efedroide' no debe ser utilizado para perforaciones cribadas en dicotiledóneas.
Las placas de perforación radiales con una pared central e irradiando barras simples y ramificadas extendiendose a la pared de vaso lateral, son encontradas en Cytharexylum myrianthum (Verbenaceae) (Vidal Gomes & al. 1989) y Caryocar microcarpum (Caryocaraceae). Otros tipos de perforaciones múltiples pueden ser encontradas en el futuro y deberán ser registradas bajo 'otras formas' con descripción apropiada en los respectivos comentarios.
Punteaduras intervasculares opuestas = Punteaduras intervasculares ordenados en filas horizontales cortas, o sea en líneas orientadas transversalmente (perpendicular) a la longitud de los vasos. Por ejemplo: Liriodendron tulipifera (Magnoliaceae), Nyssa ogeche (Nyssaceae).
Punteaduras intervasculares alternadas = Punteaduras intervasculares ordenadas en filas diagonales. Por ejemplo: en, Aceraceae, Mappia racemosa (Icacinaceae), Leguminosae, Meliaceae, Salix spp. (Salicaceae), Sapindaceae.
Procedimiento
Generalmente, vistas de superficie las punteaduras intervasculares son más f ciles de encontrar en secciones tangenciales debido a que los vasos múltiples radiales son de los tipos de vasos múltiples más frecuentes, y por lo tanto las punteaduras intervasculares son más frecuentes en las paredes tangenciales. Cuando los vasos están en bandas tangenciales y/o nidos, las secciones radiales también proporcionan vistas superficiales de punteaduras intervasculares En maderas con vasos casi exclusivamente solitarios las punteaduras intervasculares ser n extremadamente escasas, y frecuentemente no visibles en una sola sección longitudinal simple. En tales maderas, la forma y tamaño de las punteaduras intervasculares debe ser observada en los traslapes de puntas de los elementos de vaso solitario. Sin embargo, en maderas con vasos múltiples, es mejor determinar la disposición, forma, y tamaño de las punteaduras en la mitad del largo de los elementos de vaso.
COMENTARIOS
Las punteaduras intervasculares alternas son las más comunes, y las punteaduras intervasculares opuestas y escalariformes son encontradas regularmente en pocos grupos taxonómicos. Cuando las punteaduras intervasculares alternadas están acumuladas en los bordes de las punteaduras tienden a ser rectangulares en la vista de superficie; si las punteaduras alternadas no están acumuladas, los bordes de los límites son generalmente de circulares u ovalados. Cuando los punteaduras intervasculares opuestas están acumuladas, los esquemas de los bordes tienden a ser rectangulares en la vista de superficie. Algunas especies tienen bordes de punteaduras intervasculares tanto poligonales como circulares u ovalados. Combinaciones de diferentes disposiciones de punteaduras intervasculares y/o tipos intermedios ocurren (por ejemplo: alternas y opuestas en Buxus- Buxaceae, opuestas y escalariformes en Liquidambar- Hamamelidaceae) y pueden ser indicadas utilizando diferentes combinaciones de los caracteres distintivos de las punteaduras.
Medir diez punteaduras evitando punteaduras excepcionalmente grandes o pequeñas, y registrar el rango correspondiente del diámetro de punteaduras.
La conveniencia más ampliamente utilizada para determinar el tamaño de punteaduras es medir el diámetro de punteaduras horizontalmente. Sin embargo, el diámetro vertical es el carácter más constante y por lo tanto un mejor diagnóstico. Para permitir el uso de información existente (diámetro horizontal) es recomendado que esta dimensión sea registrada en un COMENTARIO al respecto.
COMENTARIOS
El tamaño de punteaduras puede ayudar a distinguir entre el genero dentro de una familia y entre familias. Por ejemplo: muchas Meliaceae tienen punteaduras diminutas, mientras que muchos miembros de las Anacardiaceae tienen punteaduras grandes.
PRECAUCION
La mayoría de los valores de tamaño de punteaduras citadas en la bibliografía están basados en el diámetro horizontal de las punteaduras.
No confundir punteaduras entre vasos y traqueidas vasicéntricas con punteaduras intervasculares.
Procedimiento
Las punteaduras intervasculares ornamentadas se observan mejor cuando son montados en agua o glicerina (bajo microscopio de barrido electrónico). Se recomienda blanquear con cualquier producto comercial con el propósito de retirar materiales incrustados que pueden cubrir las ornamentaciones, (remojar secciones para ser observadas en microscopio normal y para observaciones de bloques de madera en el microscopio de barrido electrónico) se debe blanquear hasta que la sección o superficie pierda su color; posteriormente lavar en agua, y terminar la preparación de la muestra.
Cuando las punteaduras intervasculares son relativamente grandes y las ornamentaciones son speras (por ejemplo: Terminalia spp. - Combretaceae), las ornamentaciones son relativamente f ciles de observar con un objetivo de inmersión en aceite de un buen microscopio. Pero cuando las punteaduras son diminutas (4 µm o menos) como en las Apocynaceae o Rubiaceae, las ornamentaciones son difíciles de observar con un microscopio común, y solo son visibles claramente con un microscopio de barrido electrónico.
COMENTARIOS
Las ornamentaciones pueden ocurrir en punteaduras intervasculares, radios vasculares o parénquima axial y en las traqueidas o entre fibras.
Las ornamentaciones son generalmente caracteres de familias completas o de grupos dentro de una familia. El número, tamaño, y la distribución de las ornamentaciones (vestures) varía considerablemente y estas variaciones pueden ser de valor de diagnóstico. (Bailey 1933; Ohtani & Col. 1984; Van Vliet 1978; Van Vliet & Baas 1984).
Punteaduras radiovasculares aeroladas. Por ejemplo: Aceraceae, Leguminosae, Meliaceae, Ilex aquifolium (Aquifoliaceae), Betula spp. ( Betulaceae), Camptostemon philippinense (Bombacaceae), Couratari oblongifolia (Lecythidaceae).
Punteaduras radiovasculares con bordes muy reducidos o aparentemente simples. Por ejemplo: en Elaeocarpus calomala (Elaeocarpaceae), Clinostemon spp. (Lauraceae), Eucalyptus spp. (Myrtaceae), Populus spp. (Salicaceae).
COMENTARIO
Diversas combinaciones de caracteres distintivos de hoyo de punteaduras radiovasculares pueden ocurrir y deberán ser registradas. Las punteaduras radiovasculares en el cuerpo del radio pueden diferir de los que se encuentran en los m rgenes del radio (por ejemplo: Palaquium galactoxylum - Sapotaceae). Registrar los caracteres distintivos para ambos tipos de punteaduras.
Las punteaduras entre el parénquima axial y un vaso se semejan por lo general a las punteaduras radiovasculares, y por lo tanto no esta incluida como un carácter separado de descriptores casi idénticos. Las observaciones específicas de punteaduras entre parénquima axial y un vaso deben ser registradas en el respectivo comentario.
Si una madera tiene predominantemente vasos solitarios, no es posible la comparación de punteaduras de radio y radiovasculares.
Punteaduras radio-vasculares redondeadas o angulares, por ejemplo en Elaeocarpus calomala (Elaeocarpaceae), Clinostemon mahuba (Lauraceae), Eucalyptus spp. (Myrtaceae), Populus spp. (Salicaceae).
Punteaduras horizontales ('gash-like') y/o verticales ('palisade'), por ejemplo en Trigonobalanus verticillata, Quercus spp. (Fagaceae), Atherosperma moschata, Laurelia aromatica (Monimiaceae), Horsfieldia subglobosa (Myristicaceae), Syzygium spp. (Myrtaceae).
PRECAUCION
Para la codificación de este carácter es esencial que estén presentes en los campos de cruzamiento de los radios con los vasos, las clases de tamaño o tipos de punteaduras realmente distintas.
Punteaduras radiovasculares unilateralmente compuestas y grandes (más de 10 µm). Por ejemplo: en Michelia champaca (Magnoliaceae), Ceriops spp., Kandelia spp., Rhizophora spp. (Rhizophoraceae).
COMENTARIO
Engrosamientos en espiral son variables en función del grosor ( fino a grueso), ángulo de inclinación (casi de horizontal hasta muy inclinados), ramificación (ramificados o no ramificados), y espaciamiento (de estrecho a amplio).
Engrosamientos en espiral pueden también ocurrir en traqueidas vasculares/vasicéntricas, y en fibras de tejido, y muy raramente en parénquima axial.
PRECAUCION
No confundir aberturas de punteaduras intervasculares coalescentes con engrosamientos en espiral.
Engrosamientos en espiral solamente en los extremos de los elementos de vaso. Por ejemplo: Cercidiphyllum japonicum (Cercidiphyllaceae), Liquidamber styraciflua (Hamamelidaceae), Schima wallichii (Theaceae).
Procedimiento
En maderas de porosidad anular, es mejor examinar los vasos de la madera temprana para tílides debido a que las tílides no se encuentra tan frecuentemente en los vasos de diámetro pequeño de la madera tardía. Evite la albura cuando se determine la presencia de tílides (o gomas).
COMENTARIO
La presencia de tílides puede ser poca o mucha, variando desde todos los vasos llenos con muchas tílides a pocos vasos con pocas tílides. Este carácter se aplica solamente cuando la presencia de tílides no es esporádica. Tílides pueden formar paredes delgadas o gruesas, con o sin punteaduras, con o sin almidón, cristales, resinas, gomas, etc. Tal información deberá ser registrada como comentario en un lugar apropriado.
PRECAUCION
La ausencia de tílides no es un diagnóstico; para la identificación el carácter puede ser usado solamente en el sentido positivo.
No codificar "tílides traumáticas", como la que se observa en madera formada en reacción a heridas, y ser muy cuidadoso para no confundir tílides con depósitos espumosos, micelio de hongos, u otros depósitos.
Tílides esclerotizadas = tílides con paredes lignificadas muy gruesas, en l minas múltiples. Por ejemplo: Chaetocarpus schomburgkianus, Micrandra spruceana (Euphorbiaceae), Cantleya corniculata (Icacinaceae), Eusideroxylon zwageri (Lauraceae).
COMENTARIO
Las maderas con tílides esclerotizadas generalmente tienen también tílides con paredes delgadas, por lo tanto ambas opciones pueden ser aplicadas. Algunas maderas pueden tener tanto tílides como depósitos de gomas (ver carácter respectivo).
En secciones transversales, los depósitos se observan llenando completamente los lúmenes de los vasos; en secciones longitudinales, los depósitos aparentan estar incrustados al final de los elementos de vaso. Los depósitos frecuentemente pueden ser vistos más claramente, examinando las maderas con una lente de mano (lupa). Las técnicas de seccionar y montar cortes microscópicos pueden remover parte de los depósitos.
El carácter "otros depósitos" incluye una amplia variedad de compuestos químicos org nicos e inorg nicos, los cuales son de diferentes colores (blanco, amarillo, rojizo, café, negro, etc.). En una descripción es apropiado indicar su abundancia y su color así como su naturaleza química. Tal información puede ser documentada como comentario. Ver Hillis (1987) para más información con respecto a la composición química de los depósitos.
PRECAUCION
Utilice este carácter solo en forma positiva. No confundir depósitos con micelio de hongos blanquecino, que puede estar empaquetado en una cavidad de vaso, o con tílides esclerotizadas.
Traqueidas vasicéntricas = Células sin perforaciones con numerosas y distintas punteaduras areoladas en sus paredes radial y tangencial; presentes alrededor de los vasos, y diferentes de las fibras libriformes, frecuentemente, pero no siempre de forma irregular. Por ejemplo: Castanea spp., Quercus spp. (Fagaceae), muchas especies del los géneros Shorea (Dipterocarpaceae) y Eucalyptus (Myrtaceae).
COMENTARIO
Las traqueidas vasculares frecuentemente se observan en asociación con vasos múltiples extensivos o nidos, especialmente en la madera tardía. Una exhaustiva búsqueda a través de maceraciones revelar su presencia en muchas especies. Sin embargo, para propósitos de identificación de madera, utilizarlas solamente cuando estén presentes en forma común.
La transición de traqueidas vasculares con elementos de vaso estrechos es implicada por la existencia de células con una sola perforación simple y muy pequeña. Algunos anatomistas preferirían llamar tales células como traqueidas vasculares, otros preferirían llamarlas como elementos de vaso estrechos, probablemente terminando un vaso. Debido a que tienen una perforación tales células es mejor considerarlas como elementos de vaso; las traqueidas son definidas como células sin perforaciones.
El glosario de IAWA (1964) incluye en la definición de traqueidas vasicéntricas los criterios de "short" (cortas) y "irregularly formed" (de forma irregular), sin embargo, estos criterios no siempre se aplican (por ejemplo en Eucalyptus spp., cf. Ilic 1987). Debido a que las traqueidas vasculares están frecuentemente entremezcladas con vasos (es decir, en una posición vasicéntrica) en muchos taxa, pueden ser consideradas también como traqueidas vasicéntricas.
Fibras de pared de grosor medio = Lúmenes de fibra menores a 3 veces el doble del grosor de la pared, y distintamente abiertas. Por ejemplo: Ilex spp. (Aquifoliaceae), Michelia compressa (Magnoliaceae), Salix alba (Salicaceae).
Fibras de pared muy gruesas = Lúmenes de fibra casi completamente cerrados. Por ejemplo: Goupia glabra (Goupiaceae), Lophira spp. (Ochnaceae), Strombosia pustulata (Olacaceae), Krugiodendron ferreum (Rhamnaceae), Rhizophora estropea (Rhizophoraceae).
COMENTARIO
La medición del grosor de la pared de fibra involucra generalmente una cantidad de trabajo fuera de toda proporción al valor diagnóstico limitado de los valores obtenidos. Por lo tanto, las clases para grosor de pared de fibra son basadas en el cociente del diámetro del lumen respecto al grosor de la pared. (Chattaway 1932). El cociente propuesto es del diámetro del lumen referido a los grosores combinados de las paredes entre este y el lumen de la siguiente célula como se observa en la sección transversal. Cuando las células están aplanadas radialmente, el lumen se hace ovalado y por lo tanto dar un diferente cociente respecto a la pared, dependiendo si es medido radial o tangencialmente. Se sugiere la medición radial.
Chattaway (1932) sugirió cuatro categorías; tres son utilizadas aquí. El primero ítem corresponde aproximadamente a la categoría 'Pared de fibra muy delgada'; el segundo ítem incluye las dos categorías 'delgadas y gruesas'; el tercero ítem es idéntico a la categoría 'muy gruesa'.
El grosor de pared de fibra en muchas especies es variable y puede existir más de una categoría.
PRECAUCION
En maderas con anillos de crecimiento distintos, el grosor de pared de fibra cambia a través del anillo de crecimiento, y puede ser particularmente grueso al final del anillo (madera tardía). Cuando se está describiendo el grosor de la pared de fibra, no considerar las últimas fibras de la madera tardía. También no describir las fibras gelatinosas (fibras formadas en madera de tensión), que generalmente tienen paredes gruesas con un capa gelatinosa no lignificada.
Utilice maceraciones de madera de tronco adulto, y mida la longitud de por lo menos 25 fibras para determinar el promedio, rango, y la desviación estándar.
Para maderas con anillos de crecimiento distinto, muestrear de la mitad del anillo de crecimiento. Debido a la importancia de la longitud de la fibra en el estudio de la calidad de madera, han sido desarrollados una variedad de métodos para asegurar una selección aleatoria de células para su medición. Se recomienda utilizar uno de estos (por ejemplo Dodd 1986; Hart & Swindel 1967). Existen muy pocas maderas en las cuales la longitud de fibra pueda ser medida exactamente de secciones longitudinales, de modo que tal método no es recomendado.
Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: de 900 – 1450 µm.
Determinar la naturaleza y distribución de las punteaduras de fibra solamente en las secciones longitudinales (radial y tangencial), debido a que en la sección transversal muchas paredes de fibra no son estrictamente radiales o tangenciales. Tanto secciones longitudinales como transversales son apropiadas para determinar si las punteaduras son areoladas o (aparentemente) simples.
COMENTARIO
Las siguientes combinaciones son de ocurrencia muy espor dica: 1) 'punteaduras de fibra' simples o con punteaduras areoladas minúsculas, o sea punteaduras con areolas de menos de 3 µm de diámetro o simples, en combinación con punteaduras 'comunes tanto en las paredes radial como tangencial'. Por ejemplo: Capparis spinosa (Capparidaceae), Nyctanthes arbor-tristis (Oleaceae), Vitis vinifera (Vitaceae); 2) Punteaduras de fibra 'distintamente areoladas' en combinación con punteaduras de fibra 'principalmente restringidas para las paredes radiales', como se puede observar en Elaeagnus angustifolia (Elaeagnaceae).
Punteaduras de fibra distintamente areoladas = fibras (también llamadas de fibro-traqueidas o traqueidas de tejido b sico) con punteaduras areoladas con aréolas de 3 µm o más en diámetro. Por ejemplo: Ilex spp. (Aquifoliaceae), Dillenia spp. (Dilleniaceae), Illicium spp. (Illiciaceae), Xanthophyllum spp. (Polygalaceae), Camelia spp. (Theaceae).
COMENTARIO
El carácter 'punteadura de fibra distintamente areoladas', parcialmente se traslapa con los descriptores de traqueidas sensu Bailey (1936) y Carlquist (1986a, 1986b, 1988), y fibro-traqueidas sensu Baas (1986). Esto generalmente coincide con el carácter de 'punteaduras de fibra común tanto en la pared radial como tangencial'.
Las siguientes combinaciones son de ocurrencia muy esporádica: 1) 'punteaduras de fibra simples o con punteaduras areoladas minúsculas, o sea, con aréolas de menos de 3 µm o aparentemente simples, en combinación con punteaduras 'comunes tanto en las paredes radial como tangencial'. Por ejemplo: Capparis spinosa (Capparidaceae), Nyctanthes arbor-tristis (Oleaceae), Vitis vinifera (Vitaceae). 2) Punteaduras de fibra 'distintamente areoladas' en combinación con punteaduras de fibra 'principalmente restringidas a las paredes radiales'. Por ejemplo: Elaeagnus angustifolia (Elaeagnaceae).
Dos tipos de fibras respecto a las punteaduras de la pared (presentes tanto los caracteres 'simples o con aréolas minúsculas' como 'claramente areoladas' pueden ocurrir (por ejemplo en algunas especies de Vaccinium - Ericaceae).
Fibras con punteaduras (aparentemente) simples o con aréolas minúsculas, principalmente confinadas a las paredes radiales, son fibras libriformes en la definición de Baas (1986) o fibras libriformes y/o fibro-traqueidas en la definición de Carlquist (1986a, 1986b, 1988).
Los términos 'fibras libriformes', 'fibro-traqueidas' y 'fibras verdaderas' ('true fibres') han sido evitados deliberadamente como descriptores en esta lista porque no hay un consenso en sus definiciones.
COMENTARIO
Fibras con engrosamiento en espiral ocurren generalmente en maderas que también tienen engrosamiento en espiral en los elementos de vaso. Sin embargo, lo contrario no necesariamente aplica. Por ejemplo: muchas especies con engrosamiento en espiral en sus elementos de vaso no tienen engrosamiento en espiral en las fibras.
Engrosamientos en espiral son mucho más comunes en fibras con punteaduras distintamente areoladas que en fibras con punteaduras simples o con aréolas minúsculas.
También ocurren más frecuentemente en maderas de clima templado que en maderas tropicales.
Las septas son formadas despues de que las paredes de fibra secundarias han sido depositadas; por lo tanto no se extienden a la lámina media compuesta entre fibras adyacentes. Septas generalmente no son lignificadas y muy delgadas (cf. Parameswaran & Liese 1969).
COMENTARIO
En algunas maderas todas las fibras son septadas. Por e jemplo: Lannea welwitschii, Spondias mombin (Anacardiaceae), Canarium schweinfurthii (Burseraceae). En otras maderas, las fibras tanto septadas como no septadas ocurren juntas. Por ejemplo: Buchenavia capitata (Combretaceae), Elaeocarpus spp. (Elaeocarpaceae), Swietenia macrophylla (Meliaceae).
Las fibras septadas pueden estar localizadas irregularmente esparcidas, situadas cerca de los vasos o los radios, u ordenadas en bandas tangenciales que simulan bandas de parénquima. Las fibras en bandas simulando parénquima son generalmente septadas; las fibras ordinarias con las cuales alternan, o no son septadas como en Cassine maurocenia, Maytenus obtusifolia (Celastraceae), o son septadas como en Lagerstroemia tomentosa, Physocalymma scaberrimum (Lythraceae).
El número de septas por fibra puede variar de una a muchas. Este número puede ser específico de un taxon (ver. Por ejemplo: Van Vliet 1976b ). Por lo tanto, el número promedio de septas por fibra deberá estar documentado en el respectivo comentario para incluir en la respectiva descripción del taxon.
PRECAUCION
No confundir fragmentos de la pared celular desgarrados, deformaciones de la pared celular, depósitos de goma, hifas de hongos o tílides en fibras con septas (observadas en algunas Magnoliaceae, Lauraceae, Sapotaceae).
Evite madera de tensión, debido a que fibras gelatinosas son no septadas.
COMENTARIO
Es necesario estudiar secciones longitudinales en combinación con secciones transversales para asegurarse que el parénquima axial es ausente o extremadamente escaso (muy difícil de encontrar; solamente pocas "series longitudinales" por sección). Este carácter puede ser utilizado en combinación con los caracteres 'parénquima axial paratraqueal escaso', o con los caracteres 'parénquima axial apotraqueal difuso', si, a pesar de lo poco común (escasez) de series longitudinales de parénquima, la distribución es clara.
Cuando se esta identificando un espécimen desconocido, utilizar primeramente el patrón de parénquima más obvio y despues el tipo o tipos menos evidentes. Asegúrese de utilizar un campo visual amplio cuando está definiendo el patrón o patrones de parénquima predominante de la sección transversal. Las diversas combinaciones de los tres tipos generales (apotraqueal, paratraqueal, y en bandas) descritas más abajo pueden estar presentes en una sola madera.
COMENTARIO
Este carácter deberá ser codificado solamente cuando las bandas de parénquima constituyen un carácter distinto de la sección transversal. Las bandas de parénquima pueden ser principalmente independientes de los vasos (apotraqueal), definitivamente asociados con los vasos (paratraqueal), o ambos casos. Parénquima 'apotraqueal vs paratraqueal', por lo tanto, deberá ser codificado independiente de la presencia o ausencia de parénquima en bandas. Las bandas pueden ser onduladas, diagonales, rectas, continuas o discontinuas (esta última frecuentemente en transición a confluente).
El parénquima marginal se entiende como parénquima terminal tanto como inicial; 'aparentemente marginal' incluye lo que ha sido llamado de 'irregular zonate' (bandas continuas espaciadas irregularmente).
En algunos casos las bandas de parénquima marginal están asociadas con canales intercelulares axiales (vea caracteres correspondientes).
En algunas maderas de clima templado existen bandas/líneas discontinuas de parénquima en el límite del anillo de crecimiento; esta condición también deberá ser codificada como marginal.
Parénquima escalariforme = parénquima en líneas o bandas finas iguales y regularmente espaciadas, dispuestas horizontalmente o en arcos, apreciablemente más estrechas que los radios con los cuales dan una apariencia similar a una escalera en la sección transversal. La distancia entre los radios es mayor que la distancia entre las bandas de parénquima. Por ejemplo: Anisophyllea spp. (Anisophylleaceae), Onychopetalum spp. y la mayoría de las otras Anonaceae, Cardwellia sublimis, Embothrium mucronatum (Proteaceae), Rhopalocarpus spp. (Rhopalocarpaceae).
de bandas mas anchas que los radios = como por definición del descritor. Por ejemplo: Ficus spp. (Moraceae), Symphonia globulifera (Guttiferae), Lophira alata (Ochnaceae).
PRECAUCION
En el pasado, algunos anatomistas (por ejemplo: Record 1944) han utilizado el término ‘reticulado' para parénqima abundante difuso en agregados con numerosas líneas cortas interrumpidas. Este patrón no coincide con el termino ‘reticulado' utilizado en el contexto de esta lista como se refiere a líneas cortas de células alternando unas contra otras, y faltando la continuidad tangencial de las bandas (interrumpidas solamente por los radios).
Parénquima en bandas de más de tres células de ancho = como para el carácter descriptor. Por ejemplo: Dicorynia paraensis (Caesalpiniaceae), Entandrophragma candollei (Meliaceae), Higuera retusa (Moraceae) Lophira alata (Ochnaceae), Pterygota brasiliensis (Sterculiaceae), Erisma uncinatum (Vochysiaceae).
COMENTARIO
Bandas de más de tres células de ancho son generalmente visibles a simple vista. Para maderas con parénquima reticulado, escalariforme, o marginal (ver caracteres correspondientes), el ancho de las bandas también deberá ser registrado.
Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: de 4 – 9 bandas por mm.
Parénquima axial paratraqueal = parénquima axial asociado con los vasos; los tipos de parénquima paratraqueal son: paratraqueal escaso, vasicéntrico, aliforme (subtipos: en forma de rombo y en forma de alas), confluente, y paratraqueal unilateral.
Parénquima axial difuso en agregados = series de parénquima axial agrupados en líneas cortas tangenciales discontinuas u oblicuas. Por ejemplo: Durio spp. (Bombacaeae), Hura crepitans (Euphorbiaceae), Ongokea cornea, Strombosia pustulata (Olacaceae), Agonandra brasiliensis (Opiliaceae), Dalbergia stevensonii (Papilionaceae), Pterospermum spp. (Sterculiaceae), Tilia spp. (Tiliaceae).
COMENTARIO
Debido a que existe una transición continua de parénquima extremadamente raro, difuso, difuso en agregados, a parénquima en bandas estrechas o en patrón escalariforme, para algunos taxa ser necesario registrar más de un carácter para el parénquima apotraqueal. El parénquima difuso y difuso en agregados se presentan frecuentemente en combinación. Record (1944 ) se refirió al parénquima difuso en agregados como 'reticulado'. Esta lista no sigue tal uso, sino usa el termino 'reticulado' para describir un tipo de parénquima en bandas.
PRECAUCION
Aunque por definición el parénquima apotraqueal no está asociado con vasos, maderas con abundante parénquima difuso y difuso en agregados pueden mostrar algunas series axiales tocando los vasos. Tales contactos aleatorios no deberán ser registrados como parénquima paratraqueal.
Parénquima apotraqueal difuso ocurre algunas veces principalmente cerca de los radios (parénquima adyacente a los radios sensu Carlquist 1988), y no deberá ser confundido con células envolventes de radios.
Parénquima axial vasicéntrico = células de parénquima formando de una aureola completa (circular o ovalada) alrededor de un vaso solitario o múltiple. Por ejemplo: Tachigalia myrmecophylla (Caesalpiniaceae), Octomeles sumatrana (Datiscaceae), Ocotea porosa (Lauraceae), Khaya grandifoliola (Meliaceae), Anadenanthera spp., Enterolobium cyclocarpum, Piptadeniastrum africanum (Mimosaceae), Olea europaea (Oleaceae).
Parénquima axial aliforme = células de parénquima formando una aureola completa con extensiones laterales (forma de rombo o con alas finas) alrededor de un vaso solitario o múltiple. Para subtipos y ejemplos ver el respectivo carácter.
Parénquima axial confluente = parénquima vasicéntrico o aliforme alrededor de un vaso o múltiple, conectando uno al otro, y frecuentemente formando bandas cortas irregulares. Por ejemplo: Kigelia africana (Bignoniaceae), Caesalpinia ferrea, Peltogyne confertiflora (Caesalpiniaceae), Marmaroxylon racemosum, Parkia pendula (Mimosaceae), Chlorophora tinctoria (Moraceae), Bowdichia nitida, Vatairea guianensis (Papilionaceae).
Parénquima axial paratraqueal unilateral = parénquima paratraqueal formando capas semicirculares o solamente en un lado del vaso y que pueden extender tangencialmente u oblicuamente en una disposición aliforme o confluente o en bandas cortas. Por ejemplo: Aspidosperma desmanthum (Apocynaceae), Caraipa grandiflora (Bonnetiaceae), Peltogyne confertiflora (Caesalpiniaceae), Mammea bongo (Guttiferae), Dilobeia thouarsii (Proteaceae).
COMENTARIO
Paratraqueal escaso incluye lo que ha sido descrito en la literatura como 'vasicéntrico incompleto'.
Algunas maderas tienen parénquima paratraqueal vasicéntrico, aliforme, y confluente. Confluente frecuentemente ocurre en transición con bandas y puede ser utilizado en combinación con el carácter 'ancho de bandas de parénquima'.
El carácter 'parénquima paratraqueal unilateral' es utilizado en combinación con aliforme y confluente cuando es del tipo aliforme y se extiende lateralmente u oblicuamente. Unilateral incluye tanto abaxial como adaxial debido a que generalmente no es posible distinguirse entre los dos en un fragmento de madera.
A las maderas con varios tipos de parénquima paratraqueal co-ocurriendo y/o en transición les han sido asignado el descriptor general 'parénquima predominantemente paratraqueal' por varios autores.
PRECAUCION Traqueidas vasicéntricas/vasculares son frecuentemente poseen paredes celulares más delgadas las fibras, y en las secciones transversales pueden ser confundidas con parénquima axial. Examinar secciones longitudinales para determinar si traqueidas vasicéntricas/vasculares o parénquima axial rodean los vasos.
Parénquima axial aliforme en forma de alas = parénquima rodeando un vaso o múltiple y con extensiones laterales alargadas y estrechas. Por ejemplo: Jacaranda copaia (Bignoniaceae), Terminalia superba (Combretaceae), Brosimum spp. (Moraceae), Quassia (= Simarouba) amara (Simaroubaceae), Gonystylus spp. (Thymelaeaceae).
Parénquima en serie = una serie de células de parénquima axial formada a través de división(es) transversal(es) de una simple célula inicial del cambium fusiforme. Por ejemplo:
Dos células por serie como en Dalbergia spp., Lonchocarpus spp., Pterocarpus spp. (Papilionaceae).
Tres a cuatro células por serie como en Terminalia spp. (Combretaceae), Ligustrum spp., Syringa spp. (Oleaceae), Nesogordonia spp. (Sterculiaceae).
Cinco a ocho células por serie como en Nerium oleander (Apocynaceae), Macaranga spp. (Euphorbiaceae), Fraxinus spp. (Oleaceae).
Más de ocho células por serie como en Bhesa spp. (Celastraceae), Lophira spp. (Ochnaceae), Minquartia spp., Tetrastylidum spp. (Olacaceae).
COMENTARIO
El tipo de parénquima, fusiforme o en serie, es determinado de secciones tangenciales. Células de parénquima fusiforme no son muy comunes y ocurren generalmente en maderas con estructura estratificada y de elementos axiales cortos. En algunas especies, las combinaciones de los caracteres anteriores ocurren. Por ejemplo: células fusiformes y series compuestas de dos o más células.
PRECAUCION Tener cuidado de no confundir radios uniseriados o fibras septadas con parénquima axial en serie.
Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: 3 – 7 células por serie.
PRECAUCION Tener cuidado de no determinar el número de células por serie de parénquima axial en células cristalíferas y subdivididas.
Parénquima no lignificado ocurre generalmente en bandas gruesas, y es restringido a un número pequeño de taxa. Por ejemplo: Apeiba spp., Entelea arborescens, Heliocarpus spp. (Tiliaceae), Laportea stimulans (Urticaceae).
Maderas sin radios, o sea, maderas con elementos axiales solamente, son restringidas para un número pequeño de taxa. Por ejemplo: Arthrocnemum macrostachyum (Chenopodiaceae), Heimerliodendron brunonianum (Nyctaginaceae), Hebe salicifolia, Veronica traversii (Scrophulariaceae). Ver también Carlquist 1988.
PRECAUCION
En maderas sin radios y con floema incluso (por ejemplo: varias Chenopodiaceae), el parénquima conjuntivo (o sea, el parénquima que vincula dos o más series de floema) puede apresentar extensiones radiales las cuales se asemejan a radios. En tales maderas puede ocurrir una transición de cuñas radiales cortas a largas tiras radiales a radios multiseriados 'normales' (Fahn & al. 1986), y el carácter 'ausencia de radios' deberá ser utilizado con precaución en tales maderas.
El número de radios por unidad linear es mejor determinarlo de una sección tangencial a lo largo de una línea perpendicular al eje de los radios. Puede también ser determinado de una sección transversal. Haga diez mediciones y registre rango y desviación estándar. Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: de 11–18 radios por mm linear.
COMENTARIO
El número de radios por mm fluctúa muy frecuentemente entre 4 y 12 (Metcalfe & Chalk 1950); es menos frecuentemente por abajo de 4 o por arriba de 12. El número de radios por mm no se determina con sensatez en maderas con radios agregados, o en maderas con radios muy amplios y dos distintas clases de tamaño. Por ejemplo: Quercus spp. (Fagaceae).
Radios exclusivamente uniseriados. Por ejemplo: Lophopetalum beccarianum (Celastraceae), Terminalia superba (Combretaceae), Hura crepitans (Euphorbiaceae), Castanea sativa (Fagaceae), Populus spp. (Salicaceae).
Procedimiento
Determinar el ancho de los radios en la sección tangencial.
PRECAUCION
El carácter 'ancho de los radios' no se aplica para radios que tienen canales intercelulares radiales o para radios formando un radio agregado. Por lo tanto, para una madera con radios exclusivamente uniseriados, excepto para los radios con canales intercelulares radiales, describirla registrando el carácter referiendose a canales radiales.
Radios comunmente de 3 a 5 células de ancho. Por ejemplo: Swietenia macrophylla, Entandrophragma cylindricum (Meliaceae), Hymenaea courbaril (Caesalpiniaceae), Hevea brasiliensis (Euphorbiaceae), Shorea subg. rubroshorea (Dipterocarpaceae), Clarisia racemosa (Moraceae), Couratari spp. (Lecythidaceae).
Radios comunmente de 5 a 10 células de ancho. Por ejemplo: Acer saccharum (Aceraceae), Spondias mombin (Anacardiaceae), Anisoptera laevis (Dipterocarpaceae), Khaya anthotheca (Meliaceae), Celtis sinensis (Ulmaceae).
Radios comúnmente de más de 10 células de ancho. Por ejemplo: Quercus spp. (Fagaceae), Poraqueiba guianensis (Icacinaceae), Rapanea spp. (Myrsinaceae), Platanus spp. (Platanaceae), Cardwellia sublimis, Grevillea robusta (Proteaceae), Tamarix aphylla (Tamaricaceae), Jaquinia revoluta (Theophrastaceae).
Procedimiento
Determinar el ancho de los radios en la sección tangencial contando el número de células en la parte más ancha del radio, perpendicular a su eje. Cuando los radios son de dos clases distintas de tamaño, registrar el ancho de la clase de mayor tamaño.
COMENTARIO
Maderas con radios exclusivamente uniseriados y radios de más de 10 células de ancho son las menos comunes.
Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: de 3 – 5 células.
PRECAUCION Los caracteres distintivos para el ancho de radio no se aplican a radios conteniendo canales radiales o para los radios formando un radio agregado. Por lo tanto, para una madera con radios exclusivamente uniseriados, excepto los radios con canales intercelulares radiales, describirla registrando los caracteres referiendose a los canales radiales.
COMENTARIO
Existe variación en el tamaño de los radios individuales que componen los radios agregados. En algunas especies los radios agregados están compuestos de radios finos como. Por ejemplo: Carpinus spp. (Corylaceae), mientras que otros están compuestos de radios más anchos como. Por ejemplo: Emmotum orbiculatum (Icacinaceae).
Radios agregados ocurren en muy pocos grupos taxonómicos.
PRECAUCION
Los radios agregados pueden ser relativamente infrecuentes en el los taxa donde ocurren, de modo que pueden ser pasados por alto fácilmente o estar ausentes en una muestra pequeña. Por lo tanto, este carácter deberá ser utilizado preferentemente solo en forma positiva.
COMENTARIO
No existen límites para las clases de tamaño: Los radios más pequeños pueden ser de una, dos ó 3 células de ancho, los radios más grandes pueden ser de menos de 5 células en ancho.
Generalmente, para fijar la definición de el carácter, radios intermedios no deberán existir entre las dos poblaciones o ser muy escasos. Por lo tanto, cuando los radios muy grandes ocurran con pocos de tamaño medio y más numerosos radios pequeños (por ejemplo en especies del género Fagus), este carácter puede aún ser codificado 'presente'.
PRECAUCION
Si una madera tiene radios de dos anchos distintos, no pueden ser determinados de la sección transversal debido a que en esta vista las hileras marginales uniseriadas de los radios heterocelulares multiserados podrían ser interpretados incorrectamente como radios estrechos.
Los radios agregados por sí mismo no deberán ser considerados una clase de tamaño de radio separada. Solamente en aquellas especies donde los radios agregados están compuestos de muchos radios más amplios que los radios no agregados, se aplica el primero ítem. Por ejemplo: varias especies de Casuarina (Casuarinaceae) y Quercus (Fagaceae).
Radios comúnmente de más de 1 mm de altura = los radios grandes comúnmente excediendo 1 mm en altura. Por ejemplo: Guatteria schomburgkiana (Anonaceae), Anisoptera laevis (Dipterocarpaceae), Uapaca guineensis (Euphorbiaceae), Scottellia coriacea (Flacourtiaceae), Barringtonia asiatica (Lecythidaceae), Platanus occidentalis (Platanaceae), Paypayrola guianensis (Violaceae).
Procedimiento
Determinar la altura total del radio en la sección tangencial, a lo largo de su eje.
COMENTARIO
En esta lista de caracteres distintivos, tres alternativas para la altura total del radio son utilizadas en lugar de las dos utilizadas en algunas de las primeras claves de identificación de entrada múltiple (Clarke 1938; Brazier & Franklin 1961) y en la IAWA List (1989). La información de altura de radio más detallada generalmente es dada en descripciones y puede ser de gran ayuda al distinguir entre el taxon en cuestión y algunos grupos (utilizar el comentario). La altura de radio es bastante variable en algunas maderas (particularmente maderas con radios marcadamente heterocelulares), pero bastante uniforme en otros (particularmente maderas con estructura estratificada).
Utilizar secciones radiales para determinar la composición celular de los radios debido a que los tipos de células de radio procumbentes, erectas y cuadradas son definidas sobre la base de su apariencia en la sección radial.
COMENTARIO
Generalmente, las células erectas y cuadradas, si se presentan en combinación con células procumbentes, son localizadas en las hileras marginales, o sea., aquellas hileras formando los extremos superior e inferior del radio, y las células procumbentes son localizadas en el cuerpo (centro) del radio.
La composición celular de los radios multiseriados y uniseriados en la misma madera no es necesariamente la misma. En algunas maderas, sus radios uniseriados están compuestos solamente de células erectas, mientras sus radios multiseriados están compuestos tanto de células erectas/cuadradas como células procumbentes. En maderas con radios uniseriados y multiseriados se recomienda describir la composición celular de los radios multiseriados, no los radios uniseriados.
Algunas maderas tienen más de una categoría de tipos de radios respecto a su composición celular. Se recomienda registrar solamente las categorías más comunes.
Aunque empleados todavía para propósitos descriptivos en las notas de carácter, los términos 'homocelular', 'heterocelular', 'homogéneo' y 'heterogéneo' han sido excluidos de la lista actual de los caracteres al no existir consenso en cuanto a su definición y su aplicación exacta (por ejemplo, para maderas latifoliadas o maderas coníferas).
PRECAUCION La composición del radio varía frecuentemente cuando se trata de madera juvenil o adulta. En muchas especies, los radios cerca de la médula pueden ser compuestos totalmente de células erectas, mientras los radios distantes de la médula están compuestos ampliamente de células procumbentes con solamente algunas hileras de células erectas y/o cuadradas. Cuando se está creando una base de datos, se recomienda examinar solamente muestras de madera adulta o, para arbustos, la madera periférica de los fustes más gruesos disponibles. Cuando un fragmento de madera desconocido proviene de una rama delgada, se recomienda no utilizar la composición del radio para identificación.
Aunque en la sección tangencial, las hileras marginales compuestas de células erectas/o cuadradas aparecen frecuentemente como márgenes uniseriados, la presencia sólo de márgenes uniseriados no es un indicador confiable de radios heterocelulares. En algunas maderas (por ejemplo, en Carya spp. - Juglandaceae) hay hileras uniseriadas marginales visibles en la sección tangencial cuyas células aparecen más altas que las células del cuerpo, pero cuando se las observa en la sección radial estas células son procumbentes, como son las células de la porción multiseriada.
Las 'células envolventes' o 'células baldosas' no son consideradas cuando se está definiendo la composición celular del radio.
Radios homocelulares con todas las células erectas y/o cuadradas, por ejemplo en Hedyosmum scabrum (Chloranthaceae), Aucuba japonica (Cornaceae).
Solamente la presencia de células tipo 'envolvente' o células tipo 'baldosa' también no califican una madera para la opción 'células procumbentes, cuadradas y erectas mezcladas a través del radio'.
Células procumbentes (cuerpo del radio) en su mayoría con 2 – 4 hileras marginales de células erectas y/o cuadradas. Por ejemplo: Liquidamber styraciflua (Hamamelidaceae), Carapa guianensis (Meliaceae), Treculia africana (Moraceae), Alseis peruviana (Rubiaceae), Euscaphis spp. (Staphyleaceae).
Células procumbentes (cuerpo del radio) en su mayoría más de 4 hileras marginales de células erectas y/o cuadradas. Por ejemplo: Weinmannia descendens (Cunoniaceae), Quintinia spp. (Escalloniaceae), Homalium foetidum (Flacourtiaceae), Humiria spp. (Humiriaceae), Ottoschulzia spp. (Icacinaceae), Coffea spp. (Rubiaceae), Turpinia spp. (Staphyleaceae).
COMENTARIO
La presencia de células envolventes deberá ser determinada de secciones tangenciales. Hay variabilidad en la frecuencia y claridad de células envolventes. En algunas especies, la mayoría, si no todos los radios multiseriados poseen células envolventes que son mucho más grandes que las otras células de radio, mientras que en otras maderas las células envolventes no son frecuentes y/o apenas ligeramente más grandes que las células adyacentes. Cuando se está identificando una muestra de madera desconocida, se recomienda no utilizar este carácter como una primera línea de aproximación, a menos que esté bien definido.
PRECAUCION
No confundir las células envolventes con células tipo 'baldosa', las cuales son encontradas siempre en el cuerpo del radio así como en los bordes, y son visibles tanto en secciones tangenciales como, preferentemente, radiales.
COMENTARIO
Las células tipo baldosa han sido clasificadas por algunos autores en dos grupos: tipo ‘Durio' cuando tienen la misma altura que las células procumbentes de radio, y tipo ‘Pterospermum' cuando son más altas. Sin embargo, esta distinción es dudosa desde que hay transiciones entre los dos, como en Guazuma (Sterculiaceae), y Grewia (Tiliaceae). Las células tipo baldosa no se observan en radios uniseriados, y hasta donde es conocido están restringidas a la orden Malvales.
COMENTARIO
El tipo de perforación en una célula perforada de radio puede ser simple, escalariforme, reticulada, o cribada, y no coincide necesariamente con el tipo que se observa en la placa de perforación de los elementos de vaso de la misma madera. Por ejemplo: Sloanea monosperma (Elaeocarpaceae) y Richeria racemosa (Euphorbiaceae) tienen perforaciones simples en los elementos de vaso y perforaciones escalariformes en las células perforadas de radio. En Siparuna (Monimiaceae ) hay un rango de perforaciones múltiples en las células de radio, pero las perforaciones de elemento de vaso son simples y/o escalariformes con algo de variaciones dependiendo de la especie.
Las células de radio con perforación tienen punteaduras areoladas similares a las punteaduras intervasculares. Pueden ocurrir individualmente o en hileras radiales o tangenciales. Las hileras radiales de células de radio perforadas con sus perforaciones en las paredes tangenciales han sido descritos como 'vasos radiales' (van Vliet 1976a).
PRECAUCION
Utilice este carácter solamente en el sentido positivo y con alguna precaución porque maderas que poseen células perforadas de radio pueden tenerlos en tal baja frecuencia que pueden fácilmente haber estado pasados por alto al crear una base de datos, o investigar un espécimen desconocido.
COMENTARIO
El parénquima axial puede también ser disyuntivo.
Procedimiento
La presencia de estructuras estratificadas debería estar determinada de la sección tangencial, no la sección radial! La disposición de los radios en estratos está visible a amplificación baja, o a simple vista, o con un lente de mano, y se muestra como estratos finos horizontales en la superficie tangencial.
COMENTARIO
En algunos taxa todos los elementos que componen la madera están estratificados, mientras en otros, diversas combinaciones de elementos están estratificados.
Hay variabilidad dentro de las especies y muestras. Por ejemplo, en algunas muestras de Swietenia (Meliaceae) los radios están nítidamente estratificados, aún en otras la estratificación es irregular, y en otras los radios no están estratificados.
PRECAUCION
La estratificación de elementos de vaso anchos puede estar oculta debido al agrandamiento de las células durante su desarrollo, de modo que es mejor examinar los elementos de vaso más estrechos para determinar si los elementos de vaso están estratificados o no.
Los radios bajos estratificados, los radios altos no estratificados. Por ejemplo: Scaphium spp., Triplochiton scleroxylon (Sterculiaceae), Cercis canadensis (Caesalpiniaceae).
PRECAUCION
La estratificación de elementos de vaso anchos puede estar oculta debido al agrandamiento de las células durante su desarrollo, de modo que es mejor examinar los elementos de vaso más estrechos para determinar si los elementos de vasos están estratificados o no.
El número de estratos de radio por mm puede ser útil al distinguir géneros y especies, especialmente en las Leguminosae las cuales tienen muchos taxa con radios estratificados.
Se recomienda introducir un rango de valores. Por ejemplo: de 4 – 7 estratos por mm.
Célula mucilaginosa = célula especializada del parénquima de los radios o del parénquima axial que contiene sustancias mucilaginosas; generalmente, pero no siempre alargada y redondeada en su contorno, ocasionalmente de considerable extensión axial (asemejando fibras). Por ejemplo, de orientación axial en algunas especies de Endlicheria y Ocotea (Lauraceae), y en el parénquima de radio de algunas especies de Nectandra y Persea (Lauraceae).
COMENTARIO
La ocurrencia de células oleíferas y/o mucilaginosas es limitada a muy pocas dicotiledóneas (leñosas) y son similares excepto por sus contenidos, que son removidos muy fácilmente durante los procedimientos microtécnicos (Richter 1977).
Debido a que no es práctico distinguir por su apariencia entre células oleíferas y mucilaginosas, son registradas conjuntamente.
Tanto las células oleíferas como las mucilaginosas están asociadas comúnmente con parénquima axial y/o de radio, pero pueden estar presentes también entremezcladas con las fibras. Diversas combinaciones de estos caracteres con respecto al tipo de contenido y ubicación ocurren conjuntamente (ver Baas & Gregory 1985; Gregory & Baas 1989, Richter 1981).
PRECAUCION
Los canales intercelulares traumáticos no se presentan consistentemente en las especies, por lo tanto, cuando se está identificando un espécimen desconocido, nunca utilizar la ausencia de canales intercelulares traumáticos.
Canales axiales en líneas tangenciales cortas = de dos a 5 canales axiales en una línea. Por ejemplo: Dipterocarpus spp. (Dipterocarpaceae).
Canales axiales difusos = canales solitarios distribuidos aleatoriamente. Por ejemplo: Prioria copaifera (Caesalpiniaceae), Anisoptera spp., Cotylelobium spp., Upuna borneensis, Vateria macrocarpa, Vatica spp (Dipterocarpaceae).
COMENTARIO
Es posible tener una mezcla de estos caracteres en una misma madera.
COMENTARIO
En algunos taxa de Dipterocarpaceae, el tamaño de los canales axiales es útil para distinguir especies. Por ejemplo: si los canales son pequeños (diámetros menores de 100 µm o grandes diámetros mayores de 100 µm). (Ver Gottwald & Parameswaran 1964).
El color de la resina en los canales de Dipterocarpaceae puede ser útil también en la identificación.
El efecto de los canales radiales en la forma del radio (por ejemplo, si el canal tiene o no la forma de un radio fusiforme), el tamaño, y el número de canales por radio son también caracteres distintivos útiles.
Tubos lacticíferos = tubos conteniendo látex, el látex puede ser incoloro, de amarillo claro a café; los tubos lacticíferos pueden extenderse ya sea radialmente (en los géneros de Apocynaceae, Asclepidaceae, Campanulaceae, Caricaeae, Euphorbiaceae, Moraceae), o axialmente (esparcidos entre las fibras y hasta el momento conocidos solamente en las Moraceae).
Tubos taniníferos = tubos en los radios conteniendo taninos, los cuales son de color café-rojízo (conocidos hasta el momento solamente en las Myristicaceae).
COMENTARIO
Aunque el látex es frecuentemente claro, y los taninos son oscuros, el color no es una diferencia confiable, por lo tanto las pruebas químicas de taninos son requeridas para verificar los contenidos del tubo.
Las diferencias estructurales entre los tubos lacticíferos y taniníferos aparentemente son mínimas (Fujii 1988). Por lo tanto, estos dos caracteres distintivos son combinados dentro de un solo descriptor. Los lacticíferos (agregados de células tubulares lacticíferas) son incluidos en este descriptor.
Los tubos taniníferos frecuentemente son difíciles de reconocer en secciones tangenciales debido a que a la vista sus dimensiones pueden aparecer similares a las células de radio; la observación en secciones radiales muestra que los tubos taniníferos son más largos (longitud indeterminada!) que las células procumbentes de radio.
Floema incluso difuso = Islas de floema espaciadas aleatoriamente, esparcido. Las islas de floema pueden estar rodeadas por parénquima o elementos traqueales no perforados. Por ejemplo: Strychnos nux-vomica (Loganiaceae). Sinónimo: floema incluso, floema foraminado.
COMENTARIO
Las opciones del carácter para el tipo de floema incluso están basadas en la apariencia de la madera, y no tienen inferencias evolucionistas. No son definidas sobre la base de si existe un cambium permanente único, o un cambio sucesivo, o si el tejido que rodea las islas de floema es xilema o tejido conjuntivo. Tal como indicaron Mikesell & Popham (1976) y Carlquist (1988), es aconsejable restringir el término ‘floema interxilar' (interxylary phloem) a aquellos casos en que el floema ha sido producido internamente por un solo cambium único.
El floema incluso del tipo concéntrico muy frecuentemente se encuentra en transición con el floema incluso del tipo difuso (por ejemplo, en muchas Chenopodiaceae). En cualquier caso de duda utilizar ambas opciones del carácter. En especies con floema incluso concéntrico las bandas de floema pueden ramificarse y anastomosarse, y el parénquima conjuntivo forma extensiones radiales semejando radios.
Debido a que el floema incluso y otras variantes del cambium son de ocurrencia regular en el taxon en el cual son encontrados, el término ‘anómalo´ debe ser considerado como un nombre erróneo.
Otras variantes del cambium ocurren más frecuentemente en lianas. Para más información ver Carlquist (1988).
La relativa abundancia de cristales es variable. En algunas especies, los cristales son consistentemente abundantes; en otras, están presentes consistentemente, pero no abundantes; y aún en otras especies, están presentes en algunas muestras, pero ausentes en otras.
Los cristales, particularmente los pequeños, son detectados más fácilmente con luz polarizada.
PRECAUCION
Existen muchos géneros en los cuales los cristales están regularmente ausentes. Por ejemplo: Dipterocarpus spp. (Dipterocarpaceae), Betula spp. (Betulaceae), Liriodendron spp. (Magnoliaceae), y Tilia spp. (Tiliaceae). Pero, cuando se está identificando un género desconocido, la utilización de la ausencia de cristales no es recomendada, debido a que los cristales son de ocurrencia esporádica en muchos otros taxa. Por ejemplo: Acer spp. (Aceraceae), Quercus spp. (Fagaceae), y Ulmus spp. (Ulmaceae).
Drusas = cristal compuesto, más o menos en forma esférica, en el cual los varios cristales que lo componen sobresalen de la superficie dando a toda la estructura, una apariencia en forma de 'mangual' (estrella). Por ejemplo: Hibiscus tiliaceus (Malvaceae). Sinónimo: Cristal agrupado.
Rafidios = un haz compacto de cristales largos semejando agujas. Por ejemplo: Dillenia reticulata, Tetracera boliviana (Dilleniaceae), Pisonia spp. (Nyctaginaceae), Psychotria recordiana (Rubiaceae), Tetramerista crassifolia (Tetrameristaceae), Vitis vinifera (Vitaceae).
Cristales aciculares = cristales delgados con forma de agujas que no se presentan en haces. Por ejemplo: Tecoma stans (Bignoniaceae), Cryptocarya glaucescens (Lauraceae), Gmelina arborea (Verbenaceae).
Estiloides = cristales alargados, típicamente de dos a cuatro veces más de largo que de ancho, con extremos puntiagudos. Por ejemplo: Maytenus obtusifolia (Celastraceae), Terminalia amazonica (Combretaceae), Gelsemium sempervirens (Loganiaceae), Memecylon membranifolium (Melastomataceae), Gallesia integrifolia (Phytolaccaceae), Gonystylus bancanus (Thymelaeaceae).
Cristales alargados = cristales de dos a cuatro veces más largos que anchos con extremos puntiagudos. Por ejemplo: Siphonodon pendulum (Celastraceae), Ligustrum vulgare (Oleaceae), Vitex glabrata (Verbenaceae).
Cristales tipo arena = una masa granular compuesta de cristales muy pequeños. Por ejemplo: Cordia subcordata (Boraginaceae), Actinodaphne hookeri (Lauraceae), Bumelia obtusifolia (Sapotaceae), Nicotiana cordifolia (Solanaceae). Sinónimos: microcristales, arena cristalina.
Cristales de otras formas (la mayoría pequeños) = incluye cualquier otra forma de cristales. Por ejemplo: cúbica como en Aporusa villosa (Euphorbiaceae), navicular (figurando un barco)como en Litsea reticulata (Lauraceae), husiforme figurando un huso como en Dehaasia spp.(Lauraceae), piramidal como en Caryodaphnopsis tonkinensis (Lauraceae), tubular como en Aniba spp.(Lauraceae), indentado como en Forstiera segregata (Oleaceae), cristales gemelos como en Nestegis spp.(Oleaceae), etc.
COMENTARIOS
Cristales prismáticos (romboidales) representan el tipo más común de cristales en la madera (Chattaway, 1951,1956).
Los otros tipos de cristales no son comunes, y su ocurrencia puede ser esporádica. Por lo tanto, las opciones del carácter respectivo deberán ser utilizadas solamente en el sentido positivo. Rafidios y estiloides ocurren frecuentemente en células alargadas. Para más información sobre tipos de cristales, ver Chattaway (1955, 1956) y Richter (1980).
La diferencia entre cristales estiloides y alargados es solamente en el tamaño (los cristales alargados son generalmente mucho más pequeños que los estiloides). Por lo tanto, estos dos tipos son sumados en la opción 'otras formas'.
PRECAUCION
Tener cuidado de no interpretar una sección transversal de un cristal alargado o acicular como un cristal cúbico.
Los cristales en haces de rafidios se separan frecuentemente durante el seccionamiento.
En algunos taxa, los cristales ocurren solamente en un tipo de célula; en otros taxa, ocurren en más de un tipo de célula. En este último caso, registre todos los caracteres distintivos que aplican.
Aunque las tílides no pueden calificarse propiamente como células, sino solamente como crecimientos de células parenquimatosas, la ocurrencia de cristales en las tílides puede ser de valor de diagnóstico en algunos grupos taxonómicos. Los cristales en tílides son conocidos por ocurrir en los siguientes taxa: Astronium graveolens (Anacardiaceae), Cordia gharaf (Boraginaceae), Pera bumeliaefolia (Euphorbiaceae), Chlorophora tinctoria, Pseudolmedia spuria (Moraceae), Chrysophyllum auratum, y muchas otras especies de Sapotaceae.
Cristales en células procumbentes de radio. Por ejemplo: Anogeissus latifolia (Combretaceae), Carpinus spp. (Corylaceae).
COMENTARIO
En algunas especies, los cristales ocurren a través de todo el radio. En otras especies con radios heterocelulares son restringidos a hileras marginales de células erectas y/o cuadradas, células erectas y/o cuadradas en el cuerpo del radio, o a las células envolventes. En otros todavía, los cristales son restringidos a las células procumbentes del cuerpo del radio. Esta última condición no es común y ocurre generalmente en combinación con cristales en cadenas radiales.
Cristales en células cristalíferas y/o cuadradas de radios septadas. Por ejemplo: Elaeocarpus calomala (Elaeocarpaceae), Glycidendron amazonicum (Euphorbiaceae), Banara nitida (Flacourtiaceae), Byrsonima laevigata (Malpighiaceae), Fagara flava (Rutaceae).
COMENTARIO
Este carácter puede aplicarse tanto a cristales en células subdivididas en compartimientos como en células no subdivididas en compartimientos.
Cristales en células no cristalíferas de parénquima axial. Por ejemplo: Ceiba spp. (Bombacaeae), Drypetes gerrardii (Euphorbiaceae), Ficus spp. (Moraceae).
COMENTARIO
La primera opción de este carácter incluye una considerable diversidad en tipos de células cristalíferas septadas o subdivididas (cf. Parameswaran & Richter 1984), y en longitud de las cadenas de las células cristalíferas septadas o subdivididas. En algunos taxa existen solamente pocas compartimientos en unas cadenas, en otros hay cadenas largas. Tal información deberá ser registrada como comentario.
PRECAUCION
Mucho cuidado es requerido para distinguir entre cristales en fibras septadas y cristales en células cristalíferas septadas de parénquima axial.
COMENTARIO Generalmente, existe solamente un cristal por célula o compartimiento. Sin embargo, pueden ocurrir en la misma célula o compartimiento dos o más cristales, especialmente aciculares y/o naviculares, y cristales cúbicos y/o rectangulares.
PRECAUCION Rafidios son haces de cristales, pero todo el haz es considerado como una sola unidad, y así la opción 'más de un cristal por célula o compartimiento' no aplica para rafidios. Los cristales en forma de arena no deberán ser codificados tampoco bajo esta opción.
COMENTARIO
Raramente existen dos tamaños distintos de cristales en la misma célula o compartimiento. Este carácter deberá ser utilizado solamente en forma positiva cuando la diferencia en tamaño de cristales en la misma célula o compartimiento sea bastante evidente.
COMENTARIO
Las células alargadas (idioblastos) pueden ser de radio o de parénquima axial, o más raramente de ambos. Los cristales en las células alargadas pueden ser cristales prismáticos, drusas, rafidios, o cualquier otro tipo de cristal.
COMENTARIO
Cistólites, hasta donde es conocido, ocurren solamente en los ejemplos dados (Ver Welle 1980).
Procedimiento
Cuerpos de sílica (partículas y agregados): Los cuerpos de sílica son observados con el microscopio de luz en las secciones radiales, ya sea en cortes montados permanentes o temporales, o en células que han sido maceradas. Si están presentes grandes cantidades de extractos y los cuerpos de sílica son difíciles de ver en la sección, blanquear con un agente de blanqueo doméstico, enjuagar repetidamente con agua, calentar en ácido fenólico (este paso es opcional; la deshidratación en alcohol frecuentemente da resultados igualmente buenos), y montar en aceite de clavo o macerar algunas astillas en cualquier fluido de maceración que retire la mayoría de los extractos y la lignina pero no la sílica.
A amplificaciones bajas (objetivo de 4x - 10x), los cuerpos de sílica aparecen generalmente como pequeñas partículas oscuras no birrefringentes. A una amplificación más alta (objetivo de 25x - 40 x) tienen una apariencia vidriosa.
Sílica vítrea: Macerar completamente las astillas, deje la madera en la solución de maceración hasta que la madera sea blanca. Decante el fluido de maceración, añada agua, enjuague, decante, y repita hasta que la solución sea clara. Coloque algunas porciones maceradas en un portaobjetos; caliente el portaobjetos hasta que la madera macerada esté seca. Permita al portaobjetos enfriarse, y entonces añada 2 a 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado para disolver la celulosa. Añada un cubreobjetos y observe las células bajo un microscopio de luz a una amplificación baja. La sílica vítrea aparece similar a piezas de fibras y elementos de vasos translúcidos. Para distinguir células no disueltas de sílica vítrea utilizar luz polarizada. Las células no disueltas son birrefringentes, mientras que la sílica vítrea no lo es. La sílica vítrea puede también ser reconocida en secciones bien blanqueadas debido a su apariencia vidriosa.
PRECAUCION
Cuando se busca a cuerpos de sílica o sílica vítrea, no utilizar glicerina como medio de montaje debido a que su índice de refracción hace difícil de detectar la sílica.
El ácido fluorhídrico el cual es algunas veces usado para ablandar la madera, disolverá la sílica.
Agregados de sílica = Estructuras irregularmente conformadas, frecuentemente comparativamente grandes y aparentemente compuestas de varias unidades más pequeñas (partículas) de dióxido de silicio.
Sílica vítrea = sílica que cubre las paredes celulares o llena completamente los lúmenes de las células.
COMENTARIO
Si la silica ocurre en agregados, como unidades irregularmente conformados o globulares, o si las partículas de sílica tienen una superficie suave o rugosa, puede ser un diagnóstico en ciertos grupos. Se recomienda registrar tales detalles en una descripción (utilice el comentario).
Para más información sobre inclusiones de sílica ver Amos (1952 ), Ter Welle (1976), y Koeppen (1980).
Sílica en células de parénquima axial: Por ejemplo: Ceiba nervosum (Bombacaceae), Distemonanthus benthamianus, Apuleia leiocarpa, Dialium spp. (Caesalpiniaceae).
Silica en fibras. Por ejemplo: Canarium hirsutum, Protium neglectum, Trattinickia burserifolia (Burseraceae), Ocotea splendens, Nothaphoebe kingiana (Lauraceae).
Sílica vítrea en vasos y/u otros elementos celulares. Por ejemplo: Stereospermum chelonioides (Bignoniaceae), Hydnocarpus gracilis (Flacourtiaceae), Artocarpus vriesianus (Moraceae), Gynotroches axillaris (Rhizophoraceae).
COMENTARIOS
Las partículas de sílica son más frecuentemente restringidas para las células de radio, particularmente las células marginales o erectas. Algunas veces son restringidas al parénquima axial; algunas veces ocurren tanto en radio como en parénquima axial. Los partículas de sílica ocurren raramente en fibras, pero si se encuentran ,las fibras generalmente son septadas.
Procedimiento
Las muestras para evaluación de la fluorescencia deben tener superficies recién cepilladas. Retirando simplemente una hojuela (viruta) con un cuchillo es suficiente para tener una superficie reciente. Coloque las muestras bajo la luz ultravioleta (UV) de onda larga (365 nm) a una distancia de menos de 10 cm. Se recomienda una lampara de alta intensidad y de onda larga y observar en un cuarto oscuro.
COMENTARIO
Las muestras fluorescentes aparecen generalmente amarillentas o verdosas bajo la luz ultravioleta, aunque algunas especies muestran ligeros matices de naranja, rosa, o violeta.
Las muestras que no son fluorescentes pueden reflejar parte de la luz UV haciendo que las muestras aparezcan ligeramente moradas o azules. Algunas muestras con un durámen amarillento, tales como Chloroxylon spp. (Rutaceae) y Gonystylus spp. (Thymelaeaceae), no son fluorescentes, pero pueden parecer tener una fluorescencia amarilla débil debido al reflejo.
La ausencia de fluorescencia puede ser importante en algunas familias. Por ejemplo: Anacardiaceae y Leguminosae. Ver Avella & al. (1989 ) para una encuesta de fluorescencia en las dicotiledóneas.
PRECAUCION
Este carácter aplica solamente a la fluorescencia que ocurre en forma natural y no a la fluorescencia asociada con pudrición o infecciones patológicas. La madera infectada con organismos xilófagos puede fluorescer con rayas, manchas, o una apariencia abigarrada. Por ejemplo: "wetwood" (durámen de formación traumático caracterizado por un color más oscuro, alto contenido de humedad y un olor desagradable) de Populus tremuloides (Salicaceae) produce rayas fluorescentes amarillas. La fluorescencia que ocurre en forma natural aparece más uniforme.
Las propiedades de fluorescencia pueden ser afectadas al exponer las muestras a condiciones ambientales extremas. Por ejemplo: al secarlas a la estufa, exposición a altas temperaturas u otras.
Añada suficientes virutas delgadas de durámen para cubrir la parte inferior de un tubo de ensayo limpio el cual es de aproximadamente 20 x 70 mm. No utilice astillas, debido a que el tiempo de extracción es mucho más largo que para virutas. Cubra las virutas hasta una altura de aproximadamente 20 mm (aproximadamente 5 ml) con agua destilada amortiguada en un pH de 6.86. Los paquetes de agentes amortiguadores (buffer) se obtienen de la mayoría de compañías proveedoras de equipo y reagentes científicos de modo que solamente los contenidos de un paquete son requeridos para ser añadidos a 500 o 1000 ml de agua destilada para obtener el pH deseado. Cubra el tubo de ensayo (frasco) y sacuda vigorosamente de 12 a 15 segundos. Permita a las virutas y a la solución reposar de 1 a 2 minutos, y entonces mantenga el tubo de ensayo (frasco) bajo una lámpara de UV de onda larga (aproximadamente 365 nm) para extraer la fluorescencia. Generalmente, los extractos que presentan fluorescencia son azulados, aunque algunas veces son verdosos.
COMENTARIO
Ejemplos de maderas que proporcionan extractos en agua que dan una fluorescencia azul brillante: Strychnos decussata (Loganiaceae), Brosimum rubescens (Moraceae), Olea europaea subsp. africana (Oleaceae), Pterocarpus indicus (Papilionaceae), Zanthoxylum flavum (Rutaceae). Ejemplos de madera con fluorescencia más débil de sus extractos en agua, pero aún positiva: Acacia farnesiana (Mimosaceae) y Lonchocarpus capassa (Papilionaceae).
Después de la determinación de la fluorescencia del extracto en agua, coloque los tubos de ensayo en una placa de calentamiento e hierva la solución. Tan pronto como la solución hierva, retire el tubo de ensayo y determine el color inmediatamente.
COMENTARIOS
El extracto en agua básicamente de incoloro a café o tonalidades de café es lo más común de los colores de los extractos en agua.
Los ejemplos de maderas con extractos en agua básicamente rojo o tonalidades de rojo incluyen a Brasilettia spp. (Caesalpiniaceae), Catha edulis (Celastraceae), Cunonia capensis (Cunoniaceae), y Mimusops caffra (Sapotaceae).
Los ejemplos de maderas con extractos en agua básicamente amarillos o tonalidades de amarillo incluyen Gonioma kamassi (Apocynaceae), Albizia adianthifolia, Acacia caffra (Mimosaceae).
Este carácter fue incluido por razones prácticas. Le permite al usuario identificar rapidamente las especies cuyos extractos son facilmente lavables en agua corriente a través una búsqueda en el banco de datos. Por ejemplo: Intsia spp. (Caesalpiniaceae), Terminalia ivorensis (Combretaceae), Shorea subg. shorea spp. (Dipterocarpaceae). La falta de conocimiento sobre esta propiedad particular de algunas especies usadas frecuentemente en la construcción exterior puede causar daños económicos severos, principalmente en el contexto del uso creciente de tintas y otros tratamientos superficiales en base de agua.
Añada suficientes virutas delgadas de durámen para cubrir la parte inferior de un tubo de ensayo (frasco) limpio el cual es de aproximadamente 20 x 70 mm. No utilice astillas, debido a que el tiempo de extracción es mucho más largo que para virutas. Cubra las virutas hasta una altura de aproximadamente 20 mm (aproximadamente 5 ml) con 95% de etanol. Cubra el tubo de ensayo y sacuda vigorosamente de 12 a 15 segundos. Permita a las virutas y a la solución reposar de 1 a 2 minutos, y entonces mantenga el tubo de ensayo bajo una lámpara de UV de onda larga (aproximadamente 365 nm) para extraer la fluorescencia. Generalmente, los extractos que presentan fluorescencia son azulados, aunque algunas veces son verdosos.
COMENTARIOS
Ejemplos de maderas que dan extractos en etanol con fluorescencia brillante incluyen a Protorhus longifolia (Anacardiaceae), Cordia gerascanthus (Boraginaceae), Acacia erioloba (Mimosaceae). Los ejemplos de madera con fluorescencia más débil de sus extractos en etanol, pero aún positiva, incluyen a Kiggelaria africana (Flacourtiaceae), Acacia melanoxylon (Mimosaceae), Olea capensis (Oleaceae).
Algunas veces los extractos en agua de unas especies presentan fluorescencia, pero sus extractos en etanol no la presentan (por ejemplo, Leucaena glauca - Mimosaceae). Más frecuentemente ocurre, que los extractos en etanol sí presentan fluorescencia, mientras que los extractos en agua no la presentan (por ejemplo, Afzelia quanzensis - Caesalpiniaceae, Lysiloma bahamensis - Mimosaceae).
Después de la determinación de la fluorescencia del extracto en etanol, coloque las ampolletas en una placa de calentamiento e hierva la solución. Tan pronto como la solución hierva, retire la ampolleta y determine el color inmediatamente.
COMENTARIOS
El extracto en etanol lo más común es que sea básicamente de incoloro a café o tonalidades de café.
Ejemplos de maderas con extractos en etanol básicamente rojos o sombras rojas incluyen Rhus integrifolia (Anacardiaceae), Baikiaea plurijuga, Peltophorum dubium, Swartzia madagascariensis (Caesalpiniaceae), y Berchemia decolora (Rhamnaceae).
Ejemplos de maderas con extracto en etanol b sicamente amarillos o tonalidades de amarillo incluyen Gonioma kamassi (Apocynaceae), Ptaeroxylon obliquum, Zanthoxylum flavum (Rutaceae), Balanites maughamii (Balanitaceae).
Para más información sobre la fluorescencia y color de extractos en agua y etanol vea Dyer (1988) y Quirk (1983).
PROCEDIMIENTO
Prepare una solución al 0.5% de reactivo de cromo azurol-s disolviendo 0.5 g de gránulos secos de cromo azurol-s y 5.0 g de acetato de sodio (buffer) en 80 ml de agua destilada. Después de que las substancias químicas son disueltas completamente, añada agua destilada suficiente para hacer 100 ml de reactivo. Esta solución es estable y puede ser utilizada durante varios años. Para probar muestras de madera seca , utilice un gotero para aplicar una o dos gotas de la solución al grano recientemente expuesto.
En maderas altamente positivas, un color azul brillante se desarrollará en cuestión de minutos. Por ejemplo: Poga spp. (Anisophylleaceae), Cardwellia spp. (Proteaceae), Symplocos spp. (Symplocaceae), todas las Vochysiaceae. En aquellas maderas que absorban la solución muy lentamente como, por ejemplo, Anisophyllea spp. (Anisophylleaceae), Goupia spp. (Goupiaceae), o contengan bajas concentraciones de aluminio como, por ejemplo, Laplacea spp. (Theaceae), Henriettea spp. (Melastomataceae), pueden requerirse varias horas para que se desarrolle el color azul.
PRECAUCION
Evite madera atacada por hongos (podrida) debido a que el cromo azurol-s es un indicador para algunos tipos de hongos que pudren la madera.
PROCEDIMIENTO
Añada suficientes virutas delgadas de durámen para cubrir la parte inferior de un tubo de ensayo limpio el cual puede ser de aproximadamente 20 x 70 mm. No utilice astillas, debido a que el tiempo de extracción es mucho más prolongado que para las virutas. Cubra las virutas hasta una altura de 20 mm (aproximadamente 5 ml) con agua destilada de pH = 6.86. Los paquetes de agentes amortiguadores (buffer) pueden ser obtenidos de compañías que suministran equipos y reagentes científicos, de tal modo que solamente al contenido de un paquete se requiere añadir para 500 o 1000 ml de agua destilada para obtener el pH deseado.
Cubra el tubo de ensayo y sacuda vigorosamente de 10 a 15 segundos. Si las saponinas naturales se encuentran presentes en grandes cantidades, se formarán burbujas minúsculas o espuma (similar a la espuma en un vaso de cerveza). Permita al tubo de ensayo reposar por espacio de 1 minuto aproximadamente, después de haber sido agitado. Si la espuma aún cubre completamente la superficie de la solución, la prueba es positiva. Si se forman burbujas o espuma y luego desaparecen en un lapso de 1 minuto, la prueba es negativa. Si solamente permanece alguna espuma alrededor del tubo de ensayo (o sea, formando un anillo de espuma, pero no cubriendo totalmente la superficie), la prueba es debilmente positiva.
COMENTARIO
Reacciones positivas a la prueba de saponificación son producidas por ejemplo en, Mora spp. (Caesalpiniaceae), Enterolobium cyclocarpum, Lysiloma bahamensis, Pseudosamanea spp. (Mimosaceae), Dipholis spp., Mastichodendron spp., y muchas otras especies de Sapotaceae.
Reacciones debilmente positivas (anillo de espuma) son producidas por ejemplo en, Peltophorum spp. (Caesalpiniaceae), Kiggelaria spp. (Flacourtiaceae), Ekebergia spp., Entandrophragma spp. (Meliaceae), Acacia nigrescens (Mimosaceae), Millettia spp. (Papilionaceae), y Berchemia spp. (Rhamnaceae).
Para más información, vea Dyer (1988 ), Quirk (1983), Cassens & Miller (1981).
Ceniza parcial = la ceniza que se reduce en tamaño en comparación a la astilla original, teniendo la tendencia a soltarse fácilmente, y generalmente se siente arenosa cuando se frota entre los dedos.
Carbón = el resto obscurecido y carbonizado de una astilla, la cual por lo general arde lentamente y/o con dificultades, o el remanente obscuro y carbonizado de la astilla con una huella fina de ceniza negra o gris que puede permanecer incluida.
PROCEDIMIENTO
Prepare astillas (tamaño de fósforo, aproximadamente 2 x 2 x 50 mm) de la parte externa del durámen, asegúrese que la madera está al menos secada al aire. La astilla debe ser encendida con un fósforo, debiendo ser evitados aparatos (por ejemplo, encendedores) que producen altas temperaturas. Encienda la astilla reteniendola en una posición vertical con la ayuda de un par de tenazas/pinzas. Mientras la astilla se quema, manténgala en una posición horizontal y gírela lentamente.
Algunas maderas se quemarán con relativa facilidad (por ejemplo, Populus spp. - Salicaceae), mientras que otras pueden mostrar cierta resistencia (por ejemplo, Eucalyptus paniculata - Myrtaceae). Si apareciera que la llama se extinguiera antes de que la astilla se haya quemado completamente, la combustión puede ser ayudada retornando la astilla a una posición vertical y luego nuevamente a la posición horizontal.
Después de que la llama se extinga, es importante permitir a la parte resplandeciente de la astilla extinguirse colocándola previamente en una superficie fría.
COMENTARIO
Ciertas maderas pueden crujir o producir chispas brillantes (por ejemplo, Terminalia catappa - Combretaceae), mientras que otras pueden producir una coloración de humo característica (humo muy negro en Flindersia laevicarpa - Rutaceae) o transpirar compuestos coloreados mientras se queman. Todas estas características pueden ser registradas en una descripción (comentario).
Las clasificaciones descriptivas para la apariencia de la combustión de la astilla son aquellas primeras recomendadas por Dadswell & Burnell (1932). Aparte de su uso en las claves del CSIRO (Australia), otros autores (por ejemplo, Anonymus 1960) han implementado la prueba de combustión y sugerido que es de un valor limitado, excepto en la distinción de algunas maderas que están anatómicamente relacionadas en forma muy estrecha.
Para más información sobre la prueba de combustión de la astilla, la cual hasta la fecha ha sido utilizada solo en forma muy limitada, vea Mann (1921), Welch (1922), Swain (1927), Dadswell & Burnell (1932), y Mennega (1948).
En alguna literatura, el término 'buff' (= pardo) es utilizado para describir astillas que tienen el color de cuero curtido pálido a un amarillo café. Por ejemplo: Eucalyptus paniculata (Myrtaceae).
Citar esta publicación como: H. G. Richter and M. J. Dallwitz (2000 onwards). ‘Commercial timbers: descriptions, illustrations, identification, and information retrieval. In English, French, German, and Spanish.’ Version: 4th May 2000. http://biodiversity.uno.edu/delta/. Se debe citar también Dallwitz (1980) y Dallwitz, Paine and Zurcher (1993 y adelante, 1995 y adelante, 1998) (see Bibliografía genaral).